Canine Heartworm Antigen Test Kit
Preparation of Wash Solution
For veterinary use only.
English Version
PetChek* HTWM PF
The PetChek Canine Heartworm Antigen Test is an enzyme immunoassay for the detection of Dirofilaria
immitis (D. immitis) antigen in canine or feline serum or plasma. A microtitration format has been
devised in which antibodies to D. immitis antigen are coated on test wells. Upon incubation of the
sample in the coated test well, antigen in the sample forms complexes with the coated antibodies.
Following removal of the sample, an enzyme conjugated antibody is added and binds to antigen
captured in the well. In the final step of the assay, unbound conjugate is washed away and enzyme
substrate/chromogen is added. Subsequent color development indicates the presence of heartworm
antigen in the sample.
Sample Information
Serum or plasma may be used in this test. Serum or plasma (e.g., Heparin, EDTA) may be stored
for up to 7 days at 2°–8°C. Highly hemolyzed samples should not be used, however moderately
hemolyzed or lipemic samples will not affect results. For longer storage, sample should be frozen
(-20°C or colder).
Test Procedure
Allow reagents to come to room temperature (15°–25°C) before use. Mix reagents by gentle swirling.
Precautions and Warnings
• Do not expose TMB Substrate Solution to direct sunlight or any oxidizing agents.
• Care should be taken to prevent contamination of kit components.
• Optimal results will be obtained by strict adherence to this procedure. Careful pipetting and
washing technique throughout this procedure are necessary to maintain precision and accuracy.
• A
ll reagents must come to room temperature (15°–25°C) before use. Reagents should be
mixed by gentle swirling.
Storage
Store all reagents at 2°–8°C. Allow reagents to come to room temperature (15°–25°C) before use.
Precipitation may occur in Stop Solution. Bring to room temperature (15°–25°C) and mix by swirling
before use.
Kit Components
1
2
3
4
5
6
7
Dilute Wash Concentrate ten-fold (1/10) with distilled/deionized water (e.g. 5 mL of Wash
Concentrate plus 45 mL of water for each 12 wells). Salt crystals may form in the Wash Concentrate
upon storage. If this occurs, allow concentrate to come to room temperature (15°–25°C) and mix by
swirling to redissolve crystals before preparing wash solution.
Anti-Heartworm Antibody Coated Plates 2 bottles Anti-Heartworm: HRPO Conjugate (horseradish peroxidase), preserved
with gentamicin
1 bottle HTWM Positive Control: D. immitis antigen positive serum
1 bottle HTWM Negative Control: serum free of D. immitis antigen
1 bottle TMB Substrate Solution
3 bottles Wash Concentrate (10X) (preserved with gentamicin)
1 bottle Stop Solution 20 x 96
2 x 175 mL
12 mL
12 mL
315 mL
3 x 450 mL
315 mL
Materials Required but Not Provided
NOTE: Two assay procedures are provided: Procedure #1 is for in-clinic use. Results are
read visually. Procedure #2 is for laboratory use and requires washing equipment and a
spectrophotometer. Alternative testing procedures are provided for the convenience of the user.
The sensitivity and specificity of these assay procedures are equivalent.
Procedure #1: In-Clinic Protocol
1.Count the number of samples to be tested plus two wells for the positive and negative controls
(one each). Remove the required number of wells from the bag. Leave the wells attached to one
another in a strip. Record the positions of samples and controls on a worksheet.
2.Using a precision pipette and a separate pipette tip for each control, add 100 μL of Positive
Control to the first well and 100 μL of Negative Control to the second well.
3.Using a precision pipette and a separate pipette tip for each sample, add 100 µL of serum or
plasma to appropriate wells. Incubate sample and controls for 5 minutes.
4.Discard the fluid from the wells by inverting. Slap firmly onto absorbent paper to remove all fluid.
5.Add 70 μL of HRPO Conjugate solution to each well. Incubate at room temperature (15˚– 25˚C)
for 5 minutes.
Procedure #2: Laboratory Protocol
1.Count the number of samples to be tested plus two wells for the positive and negative controls
(one each). Remove the required number of wells from the bag and place them in the rack
provided. Leave the wells attached to one another in a strip. Record the positions of samples and
controls on a worksheet.
2.Using a precision pipette and a separate pipette tip for each control, add 100 µL of Positive
Control (P) to the first well and 100 µL of Negative Control (N) to the second well.
3.Using a precision pipette and a separate pipette tip for each sample, add 100 µL of serum or
plasma to appropriate wells.
4. Incubate sample for 30 minutes at room temperature (15°–25°C). Aspirate and discard the contents
of all wells.
5.Wash each well 5 times with approximately 0.30 mL of diluted wash solution. Aspirate contents
of all wells following each wash. Following the final wash, firmly tap residual wash fluid from wells
onto absorbent paper. Avoid drying between washes and prior to addition of reagents.
6. Add 100 µL of HRPO Conjugate solution to each well. Incubate 30 minutes at room temperature
(15°–25°C).
7. Wash as in Step 5 above.
8.Add 50 µL of TMB Substrate Solution to each well. Incubate for 10 minutes at room temperature
(15°–25°C).
9. Add 50 µL of Stop Solution to each well.
10.Measure and record the optical density (OD) values at 650 nm for samples and controls.
11.Calculate results:
a. Calculate the P-N: P-N = OD Positive Control – OD Negative Control
b. Calculate the cutoff: Cutoff = OD Negative Control + 0.05
Results
For the assay to be valid, the P-N should be greater than 0.150. In addition, the negative control
optical density (OD) value should be less than or equal to 0.150. For invalid tests, technique may be
suspect and the assay should be repeated.
Interpreting the Test Results
If the OD of the sample is less than the cutoff, the sample is negative.
6.Discard the fluid from the wells by inverting. Slap firmly onto absorbent paper to remove all fluid.
Using a wash bottle, wash wells with a forceful stream of diluted wash solution by completely
filling each well and discarding the fluid. Slap wells onto absorbent paper after each wash.
Repeat for a total of 5 wash cycles.
If the OD of the sample is greater than or equal to the cutoff, the sample is positive.
7.Add 50 μL of TMB Substrate Solution to each well. Incubate at room temperature (15˚– 25˚C) for
5 minutes.
Sensitivity and Specificity
• Precision pipette capable of delivering 100 μL, 70 μL and 50 μL
• Distilled or deionized water
• Wash bottle
8.Add 50 μL of Stop Solution to each well. Mix by tapping gently. Read result visually. Color will be
stable for 15 minutes.
Items Required for Laboratory Protocol only
A sample is considered positive if it has more color than the negative control. For the assay to be
valid, the positive control must develop a distinct blue color. Negative control must be clear or very
lightly colored.
All positive samples that have not been run in duplicate should be retested. If duplicate samples or
repeat testing yield inconsistent results, repeat test.
Sensitivity and Specificity of Heartworm PetChek
Using Characterized Positive and Negative Samples
Sample Size
Kit/Reference
Results
• 96-well plate EIA spectrophotometer, capable of reading absorbance at 650 nm
• Device for the delivery and aspiration of wash solution
All positive samples that have not been run in duplicate should be retested. If duplicate samples or
repeat testing yield inconsistent results, repeat test.
IDEXX Customer Support
USA/Canada 1-800-248-2483 • Europe 00800 1234 3399
Australia 1800-655-978
idexx.com
+/+
-/+
+/-
-/-
Sample
Type
Relative Sensitivity and Specificity
95% Confidence Limit
Kappa
Statistic
59
1
0
65
Serum
Sen. 98% (95% CL 91.1–100%)
Spec. 100% (95% CL 99.5–100%)
0.984
Study ID1
1. Based on a comparison of four in-clinic heartworm tests, in which any samples yielding discrepant results
were further characterized as positive or negative by necropsy.
U.S. Vet. License No. 313
Product Code 5018.02
*PetChek is a trademark or registered trademark of
IDEXX Laboratories, Inc. in the United States and/or other countries.
One IDEXX Drive
Westbrook, Maine 04092 USA
idexx.com
© 2009 IDEXX Laboratories, Inc. All rights reserved. • 06-04598-03
Trousse de détection d’antigène du ver du coeur canin
Matériel requis pour le test en laboratoire seulement
Pour usage vétérinaire seulement.
Version française
PetChek* HTWM PF
La trousse de détection d’antigène du ver du coeur canin PetChek est un test immuno-enzymatique
permettant de dépister les antigènes de Dirofilaria immitis (D. immitis) dans le sérum ou le plasma
canin ou félin. Les puits des plaques de microtitrage sont recouverts d’anticorps dirigés contre
les antigènes de D. immitis. Après incubation de l’échantillon dans les puits, les antigènes qui s’y
trouvent formeront des complexes avec les anticorps.
Après avoir enlevé l’échantillon, des anticorps conjugués à une enzyme sont ajoutés et s’attachent
aux antigènes capturés dans le puits. Dans l’étape finale du test, le conjugué non lié est éliminé
par lavage et le substrat/chromogène d’enzyme est ajouté. Subséquemment, la couleur du
développement indique une présence d’antigènes du ver du coeur dans l’échantillon.
Précautions et mises en garde
• N
e pas exposer la solution de substrat TMB directement à la lumière du soleil ou à des
agents oxydants.
• Prendre toutes les précautions pour ne pas contaminer les différents éléments de la trousse.
• L’observation stricte des procédures donne des résultats optimaux. Une attention toute
particulière portée aux techniques de pipetage et de lavage permet d’assurer la précision et
l’exactitude des épreuves.
•Tous les réactifs doivent être à la température ambiante (15°–25°C) avant leur utilisation.
Les réactifs doivent être mélangés en les faisant tourbillonner légèrement.
Conservation Entreposer tous les réactifs au réfrigérateur entre 2° et 8°C. Laisser les réactifs atteindre la
température ambiante (15°–25°C) avant de les utiliser. Une précipitation peut survenir dans la
solution d’arrêt. Amener à la température ambiante (15°–25°C) et mélanger en faisant tourbillonner
la solution avant de l’utiliser.
Matériel de la trousse
1
2
3
4
5
6
7
Plaques sensibilisées d’anticorps anti-D. immitis 20 x 96
2 flacons de Conjugué HRPO anti-D. immitis (peroxydase de raifort), préservé à
la gentamicine 2 x 175 ml
1 flacon de Solution de contrôle positif pour le ver du cœur: sérum positif à aux antigènes
de D. immitis
12 ml
1 flacon de Solution de contrôle négatif pour le ver du cœur: sérum exempt d’antigènes
de D. immitis
12 ml
1 flacon de Solution de substrat TMB 315 ml
3 flacons de Solution de lavage concentrée (10X) (préservée à la gentamicine) 3 x 450 ml
1 flacon de Solution d’arrêt 315 ml
Matériel requis non fourni
• S
pectrophotomètre pour épreuve immunoenzymatique permettant la lecture de plaques à 96
puits à une absorption de 650 nm.
• Appareil pour verser et aspirer la solution de lavage
Préparation de la solution de lavage
Préparer une dilution au dixième (1/10) de la solution de lavage concentrée avec de l’eau distillée
ou désionisée (ex. 5,0 ml de solution de lavage concentrée dans 45,0 ml d’eau pour une série de
12 puits). Il peut se former des cristaux salins dans la solution de lavage concentrée pendant sa
conservation. Si cela se produisait, laisser la solution de lavage concentrée atteindre la température
ambiante (15°–25°C) et mélanger en agitant le flacon pour dissoudre à nouveau les cristaux avant de
préparer une autre quantité de solution de lavage.
Information concernant l’échantillon
Ce test peut se faire avec du sérum ou du plasma (ex. héparine ou EDTA) conservé jusqu’à 7 jours
à une température entre 2°–8°C. Les échantillons fortement hémolysés ne devraient pas être utilisés;
cependant les échantillons modérément hémolysés ou lipémiques n’affecteront pas les résultats. Pour
conserver les échantillons plus longtemps, ceux-ci devront être congelés (-20°C ou moins).
Procédure du test
Laisser les réactifs atteindre la température ambiante (15°–25°C) avant de les utiliser. Les réactifs
doivent être mélangés en les faisant tourbillonner légèrement.
NOTE: deux protocoles peuvent être suivis. Le protocole no 1 est pour usage en clinique. Les résultats
sont obtenus par lecture visuelle. Le protocole no 2 est conçu à l’usage des laboratoires d’analyse et
nécessite un équipement de lavage et un spectrophotomètre. Ces deux méthodes sont fournies pour
la commodité de l’utilisateur. Leur sensibilité et spécificité sont équivalentes.
Protocole no 1: Test en clinique
1. C
ompter le nombre d’échantillons à tester et ajouter deux puits (1 puits pour chaque contrôle)
supplémentaires pour les solutions des contrôles positif et négatif. Retirer du sac le nombre de puits
requis. Laisser les puits joints les uns aux autres en bandelette. Noter la position des échantillons et
des solutions de contrôle sur une feuille de travail.
2. E
n utilisant un pipette de précision et un embout distinct pour chaque contrôle, ajouter 100 μl de
solution de contrôle positif dans le premier puits et 100 μl de solution de contrôle négatif dans le
deuxième puits.
3. E
n utilisant un pipette de précision et un embout distinct pour chaque échantillon, ajouter 100 μl
de sérum ou de plasma dans les puits appropriés. Incuber échantillons et contrôles, pendant 5
minutes.
4.Jeter le contenu des puits en les retournant, puis les taper fermement sur du papier absorbant
pour vider tout liquide.
5. A
jouter 70 μl de conjugué HRPO dans chaque puits. Incuber à la température ambiante
(15˚– 25˚C) pendant 5 minutes.
6.Jeter le contenu des puits en les retournant, puis les taper fermement sur du papier absorbant
pour vider tout liquide. En utilisant le flacon laveur, laver les puits en les remplissant totalement
d’un bon jet de solution de lavage diluée et vider. Taper fermement les puits inversés sur un
papier absorbant afin d’éliminer tout liquide, et ce, après chaque lavage. Répéter 5 fois cette
opération.
• Pipette de précision pouvant distribuer des volumes de 100 μl, 70 μl ou 50 μl
• Eau distillée ou désionisée
• Flacon laveur
8. A
jouter 50 μl de solution d’arrêt dans chaque puits. Taper doucement pour terminer la réaction.
Effectuer la lecture visuellement. La couleur demeure stable pendant 15 minutes.
Sensibilité et spécificité
Sensibilité et spécificité de Heartworm PetChek
Évaluées à partir d’échantillons positifs et négatifs bien caractérisés
Résultats
Nbre d’échantillons
Trousse / Référence
Un échantillon est considéré positif s’il est plus coloré que le contrôle négatif. Pour qu’un test soit
considérée valide, le contrôle positif doit montrer une coloration bleue bien prononcée. Le contrôle
négatif doit apparaître clair ou très légèrement bleuté.
Tous les échantillons positifs qui n’ont pas été testés en double devront être testés à nouveau. Si
l’échantillon testé en double ou la répétition du test produit des résultats irréguliers, répéter le test.
Protocole n 2: Test en laboratoire
Etude1
+/+
-/+
+/-
-/-
Nature
59
1
0
65
Sérum
Sensibilité et spécificité relatives
limite de confiance à 95%
Statistique Kappa
Sen. 98% (95% LC 0,911–0,9996)
Spéc. 100% (95% LC 0,995–1,0)
0,984
1. Basé sur une comparaison de quatre tests en clinique pour le ver de coeur, pour lesquels tout échantillon ayant
manifesté des résultats contradictoires fut ultérieurement identifié comme étant positif ou négatif lors d’une nécropsie.
o
1. C
ompter le nombre d’échantillons à tester et ajouter deux puits supplémentaires pour les
solutions des contrôles positif et négatif (1 puits pour chaque contrôle). Retirer du sac le nombre
de puits requis et les placer sur le support fourni. Laisser les puits joints les uns aux autres en
bandelette . Noter la position des échantillons et des solutions de contrôle sur une feuille
de travail.
2. En utilisant un pipette de précision et un embout distinct pour chaque contrôle, ajouter 100 μl de
solution de contrôle positif (P) dans le premier puits et 100 μl de solution de contrôle négatif (N)
dans le deuxième puits.
3. En utilisant la pipette de précision incluse dans la trousse et un embout distinct pour chaque
échantillon, ajouter 100 μl de sérum ou de plasma dans les puits appropriés.
4. Incuber l’échantillon pendant 30 minutes à la température ambiante (15°–25°C). Aspirer et jeter le
contenu de tous les puits.
5. Laver chaque puits à 5 reprises, avec approximativement 0,3 ml de solution de lavage diluée.
Aspirer le contenu de chaque puits après chaque lavage. Après le dernier lavage, taper
fermement les puits pour vider la solution de lavage sur du papier absorbant. Éviter d’assécher
entre les lavages et avant l’ajout de réactifs.
6. Ajouter 100 μl de conjugué HRPO dans chaque puits. Incuber pendant 30 minutes à la
température ambiante (15°–25°C).
7. Laver tel que décrit à l’étape 5 ci-dessus.
8. Ajouter 50 μl de solution de substrat TMB dans chaque puits. Incuber pendant 10 minutes à la
température ambiante (15°–25°C).
9. Ajouter 50 μl de solution d’arrêt dans chaque puits.
10.Mesurer et enregistrer la densité optique (DO) à 650 nm pour les échantillons et les solutions de
contrôle.
11.Calculer les résultats.
a. Calculer le P-N: P-N = DO solution de contrôle positif – DO solution de contrôle négatif.
b. Calculer le seuil: Seuil = DO solution de contrôle négatif + 0,05.
Service à la clientèle IDEXX
États-Unis et Canada 1-800-248-2483 • Europe 00800 1234 3399
Australie 1800-655-978
idexx.com
Résultats
Pour que le dosage soit valide, le P-N doit être supérieur à 0,15. De plus, la DO de la solution de
contrôle négatif doit être inférieure ou égale à 0,15. Pour les tests donnant des résultats invalides, la
technique peut être douteuse et le test doit être répété.
Interprétation des résultats
Si la DO de l’échantillon est inférieure au seuil, l’échantillon est négatif.
Si la DO de l’échantillon est supérieure ou égale au seuil, l’échantillon est positif.
Tous les échantillons positifs qui n’ont pas été testés en double devront être testés à nouveau. Si
l’échantillon testé en double ou la répétition du test produit des résultats irréguliers, répéter le test.
7. A
jouter 50 μl de solution de substrat TMB dans chaque puits. Incuber à la température ambiante
(15˚– 25˚C) pendant 5 minutes.
Permit vét. des É.-U. N° 313
Distributor/Distributeur:
IDEXX Canada
3044 Bloor Street
Toronto, ON M8X 2Y8 Canada
Code de produit 5018.02
IDEXX Europe B.V.
P.O. Box 1334
NL–2130 EK Hoofddorp
idexx.com
*PetChek est une marque de commerce ou une marque déposée
d’IDEXX Laboratories, Inc. aux États-Unis ou dans d’autres pays
© 2009 IDEXX Laboratories, Inc. Tous droits réservés.
Testkit zum Nachweis von Herzwurm
(Dirofilaria immitis)-Antigen
Nur zum tierärztlichen Gebrauch.
Gebrauchsinformation. Die deutsche Fassung der Gebrauchsinformation ist entsprechend §17c TierSG zugelassen.
In vitro-Diagnostikum.
Deutsche Version
Ansetzen der Waschlösung
Ergebnisse
Waschkonzentrat 1/10 mit destilliertem/deionisiertem Wasser (z. B. 5 ml Waschkonzentrat plus 45
ml Wasser für jede der 12 Vertiefungen) verdünnen. Durch die Lagerung können sich Salzkristalle
in der Waschlösung bilden. In diesem Fall zum Auflösen der Kristalle Waschkonzentrat auf
Raumtemperatur (15°–25°C) bringen und durch Schwenken vermischen.
Eine Probe wird als positiv angesehen, wenn sie kräftiger gefärbt ist als die negative Kontrolle. Damit
der Test gültig ist, muss bei der positiven Kontrolle ein eindeutiger Farbumschlag nach Blau erfolgt
sein. Die negative Kontrolle muss farblos oder nur sehr leicht gefärbt sein.
Alle positiven Proben, die nicht als Doppelbestimmung mitgeführt wurden, sollten erneut getestet
werden. Sollten die Proben bei Doppelbestimmungen oder Testwiederholungen widersprüchliche
Resultate erbringen, ist der Test zu wiederholen.
PetChek* HTWM PF
Angaben zum Probenmaterial
Der Testkit PetChek HTWM PF ist ein Enzymimmunoassay (ELISA) zum Nachweis von Dirofilaria
immitis (D. immitis)-Antigen im Serum oder Plasma von Hunden oder Katzen.
Als Probenmaterial können Serum oder Plasma verwendet werden. Serum bzw. Plasma (z. B. mit
Heparin, EDTA versetzt) kann bei 2°–8°C bis zu 7 Tage lang gelagert werden. Es sollten keine stark
hämolysierten Proben verwendet werden. Mäßig hämolysierte oder lipämische Proben beeinträchtigen
jedoch nicht die Genauigkeit der Ergebnisse. Für eine längerfristige Lagerung sollte die Probe
eingefroren werden (-20°C oder kälter).
Die Vertiefungen der Teststreifen sind mit Antikörpern gegen D. immitis-Antigen beschichtet. Das
eventuell in der Probe vorhandene D. immitis-Antigen bildet während der Inkubation spezifische
Immunkomplexe mit den in den Vertiefungen gebundenen Antikörpern.
Ungebundenes Probenmaterial wird herausgewaschen und dann ein Enzym-konjugierter Antikörper
hinzugefügt, der an das Antigen des Antigen-Antikörper-Komplexes bindet. Im abschließenden Schritt
wird ungebundenes Konjugat durch Waschen entfernt und Enzymsubstrat / Chromogen hinzugefügt.
Der sich anschließende Farbumschlag zeigt das Vorliegen von Herzwurm-Antigen in der Probe an.
Vorsichtsmaßnahmen und Warnhinweise
• TMB-Substratlösung nicht direktem Sonnenlicht oder oxidierenden Substanzen aussetzen.
• Eine Kontamination der Kit-Bestandteile sollte sorgfältig vermieden werden.
• Optimale Ergebnisse werden durch strikte Befolgung dieses Verfahrens erzielt. Damit Präzision
und Genauigkeit des Tests gewährleistet bleiben, müssen alle Pipettier- und Waschschritte
sorgfältig durchgeführt werden.
• V
or der Verwendung müssen alle Reagenzien auf Raumtemperatur (15°–25°C) gebracht
werden. Die Reagenzien sind durch behutsames Schwenken gut zu vermischen.
Lagerung
Alle Reagenzien sind bei 2°–8°C zu lagern. Reagenzien vor Gebrauch auf Raumtemperatur
(15°–25°C) bringen. In der Stopplösung können Ausfällungen auftreten. Vor Gebrauch auf
Raumtemperatur (15°–25°C) bringen und durch Schwenken vermischen.
Kit-Bestandteile
1
2
3
4
5
6
7
Anti-Herzwurm-Antikörper beschichtete Vertiefungen mit Halter 20 x 96
2 Flaschen Anti-Herzwurm: HRPO Konjugat (Meerrettichperoxidase), Konservierungsmittel: Gentamycin
2 x 175 ml
1 Flasche Herzwurm - Positive Kontrolle: D. immitis-Antigen-positives Serum
12 ml
1 Flasche Herzwurm - Negative Kontrolle: D. immitis-Antigen-freies Serum
12 ml
1 Flasche TMB-Substratlösung
315 ml
3 Flaschen Waschkonzentrat (10X) (Konservierungsmittel: Gentamycin)
3 x 450 ml
1 Flasche Stopplösung 315 ml
Nicht im Lieferumfang enthaltene benötigte Materialien
• Präzisionspipette für Volumina von 100 μl, 70 μl und 50 µl
• Destilliertes oder deionisiertes Wasser
• Waschflasche
Erforderliche Laborgeräte
• EIA-Spektrophotometer für 96-Well-Mikrotiterplatten, mit Messbereich 650 nm
• Waschvorrichtung für Mikrotiterplatten
Testdurchführung
Reagenzien vor Gebrauch auf Raumtemperatur (15°–25°C) bringen. Die Reagenzien sind durch
behutsames Schwenken gut zu vermischen.
HINWEIS: Für die Testdurchführung werden zwei Verfahren angegeben: Verfahren 1 dient für den
Einsatz in der Praxis. Die Ergebnisse werden visuell abgelesen. Verfahren 2 ist für Laboratorien
vorgesehen und erfordert eine Waschvorrichtung sowie ein Spektrophotometer für Mikrotiterplatten.
Für die bequeme Nutzbarkeit werden alternative Testverfahren bereitgestellt. Sensitivität und
Spezifität dieser Verfahren sind gleichwertig.
Verfahren 1: Testdurchführung in der Praxis
1.Anzahl der zu testenden Proben zählen und zwei zusätzliche Vertiefungen – jeweils eine für die
positive und eine für die negative Kontrolle - vorsehen. Die benötigte Anzahl an Vertiefungen
aus dem Beutel nehmen. Vertiefungen miteinander verbunden lassen (in einem durchgehenden
Streifen). Auf einem Arbeitsblatt die Positionen der Proben und Kontrollen aufzeichnen.
2.Unter Verwendung einer Präzisionspipette und einer neuen Einweg-Pipettenspitze für jede
Kontrolle, in die erste Vertiefung 100 µl der positiven Kontrolle und in die zweite Vertiefung 100 µl
der negativen Kontrolle einpipettieren.
3.Unter Verwendung einer Präzisionspipette und einer neuen Einweg-Pipettenspitze für jede Probe
100 µl Serum oder Plasma in die entsprechenden Vertiefungen einpipettieren. Die Proben und
Kontrolle fünf Minuten inkubieren.
4.Inhalt der Vertiefungen dekantieren. Zum Entfernen aller Flüssigkeitsreste fest auf saugfähigem
Papier ausklopfen.
Verfahren 2: Testdurchführung in Laboratorien
1.Anzahl der zu testenden Proben zählen und zwei zusätzliche Vertiefungen – jeweils eine für die
positive und eine für die negative Kontrolle - vorsehen. Die benötigte Anzahl an Vertiefungen
aus dem Beutel nehmen und in den mitgelieferten Halter einsetzen. Vertiefungen miteinander
verbunden lassen (in einem durchgehenden Streifen). Auf einem Arbeitsblatt die Positionen der
Proben und Kontrollen aufzeichnen.
2.Unter Verwendung einer Präzisionspipette und einer neuen Einweg-Pipettenspitze für jede
Kontrolle, in die erste Vertiefung 100 µl der positiven Kontrolle (P) und in die zweite Vertiefung 100
µl der negativen Kontrolle (N) einpipettieren.
3.Unter Verwendung einer Präzisionspipette und einer neuen Einweg-Pipettenspitze für jede
Probe werden 100 µl Serum oder Plasma in die entsprechenden Vertiefungen einpipettiert.
4. Proben 30 Minuten bei Raumtemperatur (15°–25°C) inkubieren. Inhalt aller Vertiefungen
aspirieren und entsorgen.
5.Jede Vertiefung insgesamt fünfmal mit circa 0,30 ml angesetzter Waschlösung waschen. Nach jedem
Waschvorgang den Inhalt aller Vertiefungen aspirieren. Nach dem abschließenden Waschschritt
verbleibende Waschflüssigkeit fest auf saugfähigem Papier ausklopfen. Ein Austrocknen zwischen
den Waschvorgängen und vor dem Zusetzen der Reagenzien ist zu vermeiden.
6. In jede Vertiefung 100 µl der HRPO-Konjugatlösung einpipettieren. Bei Raumtemperatur (15°–25°C)
30 Minuten inkubieren.
7. Waschvorgang wie unter Schritt 5 beschrieben wiederholen.
8.In jede Vertiefung 50 µl der TMB-Substratlösung einpipettieren. Bei Raumtemperatur (15°–25°C)
10 Minuten inkubieren.
9. In jede Vertiefung 50 µl der Stopplösung zupipettieren.
10.Photometrische Messung der optischen Dichte (OD) von Proben und Kontrollen bei 650 nm und
Aufzeichnung der Ergebnisse.
11.Testergebnisse berechnen:
a. P-N berechnen: P-N = OD positive Kontrolle – OD negative Kontrolle
b. Bestimmung des Cut-off-Wertes: Cut-off = OD negative Kontrolle + 0,05
5.In jede Vertiefung 70 µl der HRPO-Konjugatlösung einpipettieren. Fünf Minuten auf
Raumtemperatur (15˚– 25˚C) inkubieren.
Ergebnisse
6.Inhalt der Vertiefungen dekantieren. Zum Entfernen aller Flüssigkeitsreste fest auf saugfähigem
Papier ausklopfen. Beim Gebrauch einer Waschflasche Vertiefungen waschen, indem jede
Vertiefung mit einem kräftigen Strahl angesetzter Waschlösung vollkommen gefüllt und danach
dekantiert wird. Nach jedem Waschschritt die Vertiefungen fest auf saugfähigem Papier
ausklopfen. Insgesamt 5 Waschzyklen durchführen.
Auswertung der Testergebnisse
Damit der Test Gültigkeit besitzt, sollte P-N größer als 0,150 sein. Zudem sollte der Extinktionswert
der negativen Kontrolle geringer als oder gleich 0,150 sein. Bei ungültigen Tests könnte die
Durchführung nicht korrekt gewesen sein und sollte wiederholt werden.
7.In jede Vertiefung 50 µl der TMB-Substratlösung einpipettieren. Fünf Minuten auf
Raumtemperatur (15˚– 25˚C) inkubieren.
Liegt die OD einer Probe unter dem Cut-off-Wert, so ist die Probe negativ.
8.In jede Vertiefung 50 µl der Stopplösung zupipettieren. Durch leichtes Klopfen vermischen.
Ergebnis visuell ablesen. Der Farbumschlag bleibt 15 Minuten lang stabil.
Alle positiven Proben, die nicht doppelt mitgeführt wurden, sollten erneut getestet werden. Sollten
die Doppelbestimmungen oder Testwiederholungen widersprüchliche Resultate erbringen, ist der
Test zu wiederholen.
Sensitivität und Spezifität
Sensitivität und Spezifität des Herzwurm PetChek
Verwendung charakterisierter positiver und negativer Proben
Stichprobenumfang
Kit/Referenz
Studie Nr.1
+/+
-/+
+/-
-/-
Probenmaterial
59
1
0
65
Serum
Relative Sensitivität und Spezifität;
95%-Konfidenzintervall
KappaStatistik
Sens. 98 % (95 % KI 91,1–100 %)
Spez. 100 % (95 % Kl 99,5–100 %)
0,984
1. B
asierend auf einem Vergleich von vier Praxistests auf Herzwurm, bei denen alle Proben mit abweichenden
Ergebnissen anhand der Autopsie nachträglich als positiv bzw. negativ charakterisiert wurden.
IDEXX Kundendienst
USA/Kanada 1-800-248-2483 • Europa 00800 1234 3399
Australien 1800-655-978
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Ist die OD gleich oder größer als der Cut-off-Wert, so ist die Probe positiv.
U.S. Vet. License Nr. 313
Produkt-Code 5018.02
Zul.-Nr.:FLI-B459
*PetChek ist eine Schutzmarke oder eine eingetragene Schutzmarke von
IDEXX Laboratories, Inc. in den Vereinigten Staaten und/oder in anderen Ländern.
© 2009 IDEXX Laboratories, Inc. Alle Rechte vorbehalten.
IDEXX Europe B.V.
P.O. Box 1334
NL–2130 EK Hoofddorp
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Kit per la rilevazione dell’antigene della filaria canina
Esclusivamente per uso veterinario.
Versione Italiana
PetChek* HTWM PF
Il test PetChek per la ricerca dell’antigene della filaria canina è un esame immunologico enzimatico
che rileva l’antigene della Dirofilaria immitis (D. immitis) nel siero o nel plasma del cane o del gatto,
Nel formato per microtitolazione ideato, i pozzetti test sono rivestiti con anticorpi per l’antigene della
D. immitis. Dopo l’incubazione del campione nel pozzetto test rivestito, si determina nel campione la
formazione di complessi tra l’antigene e gli anticorpi del rivestimento.
Dopo aver tolto il campione, viene aggiunto un anticorpo coniugato all’enzima, che si lega
all’antigene catturato nel pozzetto. Nell’ultimo passaggio dell’esame, il coniugato non legato
viene rimosso tramite lavaggio e viene aggiunto il substrato enzimatico/cromogeno. Lo sviluppo
successivo del colore indica la presenza dell’antigene della filaria nel campione.
Precauzioni e avvertenze
• Non esporre la soluzione substrato TMB alla luce diretta del sole o ad agenti ossidanti.
• Fare attenzione per evitare la contaminazione dei componenti del kit.
• La stretta osservanza di questa procedura permette di ottenere risultati ottimali. È necessario
eseguire con attenzione la pipettatura e il lavaggio per tutta la durata di questa procedura al fine
di garantire precisione e accuratezza.
• Prima dell’uso, tutti i reagenti devono essere a temperatura ambiente (15°–25°C). I reagenti
devono essere miscelati mediante centrifugazione delicata.
Conservazione
Conservare tutti i reagenti a una temperatura compresa tra 2°–8°C. Prima dell’uso, lasciare che
i reagenti raggiungano la temperatura ambiente (15°–25°C). È possibile che si verifichi una
precipitazione nella soluzione bloccante. Lasciare raggiungere temperatura ambiente (15°–25°C)
e mescolare mediante centrifugazione.
Componenti del kit
1
2
3
4
5
6
7
Piastre rivestiti di antifilaria 2 flacones di conjugato antifilaria: HRPO (perossidasi di rafano)
conservato con gentamicina
1 flacone di controllo positivo HTWM: siero positivo all’antigene D. immitis
1 flacone di controllo negativo HTWM: siero senza antigene D. immitis
1 flacone di soluzione substrato TMB
3 flacones di soluzione di lavaggio concentrata (10X) (conservata con gentamicina)
1 flacone di soluzione bloccante 20 x 96
2 x 175 ml
12 ml
12 ml
315 ml
3 x 450 ml
315 ml
Materiali necessari non forniti
• Pipetta di precisione capace di trasporti 100 μl, 70 μl e 50 μl
• Acqua distillata o deionizzata
• Flacone di soluzione di lavaggio
Preparazione della soluzione di lavaggio
Risultati
Diluire la soluzione di lavaggio concentrata in un rapporto 1/10 con acqua distillata/deionizzata
(ad es. 5 ml di soluzione di lavaggio concentrata più 45 ml di acqua ogni 12 pozzetti). Durante la
conservazione è possibile che si formino cristalli di sale nella soluzione di lavaggio concentrata.
Se questo avviene, attendere che la soluzione concentrata raggiunga la temperatura ambiente
(15°–25°C) e mescolarla mediante centrifugazione per dissolvere nuovamente i cristalli prima di
preparare la soluzione di lavaggio.
Un campione viene considerato positivo se ha maggior colore del controllo negativo. Perchè l’esame
sia valido, il controllo positivo deve sviluppare un colore azzurro ben definito. Il controllo negativo
deve essere trasparente o avere un colore molto chiaro.
Informazioni relative al campione
Procedura n. 2: Protocollo di laboratorio
In questo esame è possibile utilizzare siero o plasma. Il siero o il plasma (ad esempio eparina, EDTA)
può essere conservato per un periodo massimo di 7 giorni a 2°–8°C. I campioni altamente emolizzati
non devono essere utilizzati, tuttavia i campioni moderatamente emolizzati o i campioni lipemici non
alterano i risultati. Per una conservazione più lunga, i campioni devono essere surgelati (-20°C o
temperature più basse).
1.Contare il numero di campioni da esaminare più due pozzetti per i controlli positivo e
negativo (uno ciascuno). Estrarre il numero richiesto di pozzetti dalla confezione e posizionarli
nell’apposito portapozzetto. Lasciare i pozzetti attaccati l’uno all’altro in una striscia. Registrare la
posizione dei campioni e dei controlli su un foglio di lavoro.
2.Usando un pipetta di precisione e un puntale per pipetta per ciascun controlli, aggiungere 100
μl di Controllo positivo (P) nel primo pozzetto e 100 μl di Controllo negativo (N) nel secondo
pozzetto.
3.Usando una pipetta di precisione e un puntale per pipette per ciascun campione, aggiungere
100 μl di siero o di plasma ai relativi pozzetti.
4. Incubare il campione per 30 minuti a temperatura ambiente (15°–25°C). Aspirare ed eliminare il
contenuto di tutti i pozzetti.
5.Lavare ciascun pozzetto 5 volte con circa 0,30 ml di soluzione di lavaggio diluita. Dopo ciascun
lavaggio aspirare il contenuto di tutti i pozzetti. Dopo il lavaggio finale, battere con decisione il
liquido di lavaggio residuo dai pozzetti su carta assorbente. Evitare di asciugare i pozzetti tra un
lavaggio e l’altro e prima di aggiungere i reagenti.
6. Aggiungere 100 μl di soluzione coniugato HRPO a ciascun pozzetto. Incubare per 30 minuti a
temperatura ambiente (15°–25°C).
7. Eseguire il lavaggio come descritto sopra nel passaggio 5.
8.Aggiungere 50 μl di soluzione substrato TMB a ciascun pozzetto. Incubare per 10 minuti a
temperatura ambiente (15°–25°C).
9. Aggiungere 50 μl di soluzione bloccante a ciascun pozzetto.
10.Misurare e registrare i valori di densità ottica (OD) a 650 nm per i campioni e i controlli.
11.Calcolare i risultati:
a. Calcolare il valore P-N: P-N = OD Controllo positivo – OD Controllo negativo
b. Calcolare il valore di cut-off: Valore di cut-off = OD Controllo negativo +0.05
Procedura dell’esame
Prima di essere utilizzati, tutti i reagenti devono raggiungere la temperatura ambiente (15°–25°C).
I reagenti devono essere miscelati mediante centrifugazione delicata.
NOTA: Vengono fornite due procedure di esame: La Procedura n.1 è per uso in-clinic. I risultati
vengono letti visivamente. La Procedura n. 2 è per uso di laboratorio e richiede strumenti per il
lavaggio e uno spettrofotometro. Per comodità dell’utente vegono fornite procedure di esame
alternative. Il grado di sensibilità e di specificità di queste procedure di esame è equivalente.
Procedura n.1: Protocollo in-clinic
1.Contare il numero di campioni da esaminare più due pozzetti per i controlli positivo e negativo
(uno ciascuno). Estrarre dalla confezione il numero richiesto di pozzetti. Lasciare i pozzetti
attaccati l’uno all’altro in una striscia. Registrare la posizione dei campioni e dei controlli su un
foglio di lavoro.
2.Usando un pipetta di precisione e un puntale per pipetta per ciascun controlli, aggiungere 100 μl
di Controllo positivo nel primo pozzetto e 100 μl di Controllo negativo nel secondo pozzetto.
3.Usando un pipetta di precisione e un puntale per pipetta per ciascun campione, aggiungere
100 μl di siero o di plasma nei relativi pozzetti. Incubare campioni e controlli per 5 minuti.
4.Eliminare il liquido dai pozzetti capovolgendoli. Battere con decisione su carta assorbente per
eliminare tutto il liquido.
5.Aggiungere 70 μl di soluzione coniugato HRPO a ciascun pozzetto. Incubare alla temperatura
ambiente (15˚–25˚C) per 5 minuti.
6.Eliminare il liquido dai pozzetti capovolgendoli. Battere con decisione su carta assorbente per
eliminare tutto il liquido. Usando il flacone di lavaggio, lavare i pozzetti con un getto forte di soluzione
di lavaggio diluita riempiendo completamente ciascun pozzetto ed eliminando il liquido. Dopo
ciascun lavaggio battere i pozzetti su carta assorbente. Ripetere per un totale di 5 cicli di lavaggio.
7.Aggiungere 50 μl di soluzione substrato HRPO a ciascun pozzetto. Incubare alla temperatura
ambiente (15˚–25˚C) per 5 minuti.
Articoli necessari solamente per il protocollo di laboratorio
• Spettrofotometro per piastra da 96 pozzetti, in grado di leggere l’assorbanza a 650 nm
• Strumento per l’erogazione e l’aspirazione della soluzione di lavaggio
8.Aggiungere 50 μl di soluzione bloccante a ciascun pozzetto. Mescolare battendo con
delicatezza. Leggere visivamente i risultati. Il colore rimane stabile per 15 minuti.
Tutti i campioni positivi che non sono stati esaminati in duplicato devono essere esaminati
nuovamente. Se i campioni esaminati in duplicato o sottoposti a un esame ripetuto forniscono
risultati incostanti, ripetere l’esame.
Sensibilità e specificità
Sensibilità e specificità dell’esame PetChek per filaria
Usare campioni caratterizzati positivi e negativi
Dimensioni del campione
Kit/Riferimento
Dati
identificativi
dello studio1
+/+
-/+
+/-
-/-
Tipo di
campione
Sensibilità e specificità relative
Limiti di confidenza del 95%
Statistica
Kappa
59
1
0
65
Siero
Sen. 98% (95% CL 91,1–100%)
Spec. 100% (95% CL 99,5–100%)
0,984
1. In base a un confronto tra quattro esami in-clinic per la filaria, nei quali i campioni che fornivano risultati discrepanti
venivano caratterizzati ulteriormente come positivi o negativi nel corso dell’autopsia
Risultati
Assistenza Clienti IDEXX
USA/Canada 1-800-248-2483 • Europa 00800 1234 3399
Australia 1800-655-978
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Perché l’esame sia valido, il valore P-N deve essere maggiore di 0,150. Inoltre, il valore di densità
ottica (OD) del controllo negativo deve essere inferiore o uguale a 0,150. Nel caso di esami non
validi, la tecnica può essere sospetta e l’esame deve essere ripetuto.
Interpretazione dei risultati dell’esame
Se il valore OD del campione è inferiore al valore di cut-off, il campione è negativo.
Se il valore OD del campione è maggiore o uguale al valore di cut-off, il campione è positivo.
Tutti i campioni positivi che non sono stati esaminati in duplicato devono essere esaminati
nuovamente. Se i campioni esaminati in duplicato o sottoposti a un esame ripetuto forniscono
risultati incostanti, ripetere l’esame.
Autorizzazione veterinaria U.S.A. n. 313
Codice prodotto 5018.02
IDEXX Europe B.V.
P.O. Box 1334
NL–2130 EK Hoofddorp
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*PetChek è un marchio di proprietà di, e/o registrato da,
IDEXX Laboratories, Inc. e protetto negli Stati Uniti e/o altri Paesi.
© 2009 IDEXX Laboratories, Inc. Tutti i diritti riservati.
Kit para la detección de antígeno de filaria canina
Sólo para uso veterinario.
Versión Española
PetChek* HTWM PF
El kit para la detección del antígeno de filaria canina PetChek es un inmunoensayo enzimático para
la detección del antígeno de Dirofilaria immitis (D. immitis) en suero o plasma canino o felino. Se ha
ideado un formato en placa de microtitulación en el que los pocillos de análisis están revestidos con
anticuerpos frente al antígeno de D. immitis. Tras incubar el pocillo de análisis, el antígeno que hay
en la muestra forma complejos con los anticuerpos que revisten el pocillo.
Tras retirar la muestra, se añade un anticuerpo conjugado con enzima que se une al antígeno que
recubre el pocillo. En el último paso del ensayo, el conjugado no unido se elimina mediante lavado
y se añade el sustrato de la enzima y el cromógeno. El desarrollo posterior del color indica la
presencia de antígeno de filaria en la muestra.
Precauciones y advertencias
• No exponga la solución de sustrato TMB a la luz solar directa ni a agentes oxidantes.
• Extreme la precaución para evitar la contaminación de los componentes del kit.
• Para obtener unos resultados óptimos debe seguirse rigurosamente este procedimiento.
La técnica de pipeteado y lavado debe ser cuidadosa durante todo el procedimiento para así
mantener la precisión y la exactitud de la prueba.
• T
odos los reactivos deben alcanzar la temperatura ambiente (15°–25°C) antes de usarse.
Los reactivos deben mezclarse mediante movimientos circulares suaves.
Almacenamiento
Almacene todos los reactivos a una temperatura entre 2° y 8°C. Los reactivos deben alcanzar la
temperatura ambiente (15°–25°C) antes de usarse. En la solución de frenado puede producirse una
precipitación. Deje que alcance temperatura ambiente (15°–25°C) y mézclela mediante movimientos
circulares antes de utilizarla.
Componentes del kit
1
2
3
4
5
6
7
Placas recubiertas de anticuerpos anti-filaria 20 x 96
2 frascos de conjugado anti-filaria: HRPO (peroxidasa de rábano picante), conservado
con gentamicina
2 x 175 ml
1 frasco de control positivo de filaria: suero positivo al antígeno de D. immitis 12 ml
1 frasco de control negativo de filaria: suero sin antígeno de D. immitis 12 ml
1 frasco de solución de sustrato TMB
315 ml
3 frascos de solución de lavado concentrada (10X) conservada con gentamicina
3 x 450 ml
1 frasco de solución de frenado 315 ml
Materiales necesarios que no se suministran
• Pipeta de precisión que permita dispensar 100 μl, 70 μl ó 50 μl de muestra
• Agua destilada o desionizada
• Frasco de lavado
Productos sólo necesarios para el protocolo de laboratorio
• Espectrofotómetro para placas EIA de 96 pocillos que permite leer la absorbancia a 650 nm
• Dispositivo para la distribución y la aspiración de la solución de lavado
Preparación de la solución de lavado
Resultados
Realice una dilución 1/10 de la solución concentrada de lavado con agua destilada o desionizada
(por ejemplo, 5 ml de solución concentrada de lavado más 45 ml de agua para cada uno de los
12 pocillos). Debido al almacenamiento puede que se formen cristales de sales en la solución
concentrada de lavado. Si esto ocurre, deje que la solución concentrada alcance la temperatura
ambiente (15°–25°C) y mézclela mediante movimientos circulares para que los cristales se disuelvan
antes de preparar la solución de lavado.
Una muestra se considera positiva si tiene más color que el control negativo. Para que el ensayo sea
válido, el control positivo debe desarrollar un color azul diferenciado. El control negativo debe ser
transparente o presentar un color muy tenue.
Información sobre la muestra
Procedimiento núm. 2: protocolo para el laboratorio
En esta prueba puede utilizarse suero o plasma. El suero o el plasma (heparina, EDTA) pueden
almacenarse hasta un máximo de 7 días a una temperatura entre 2° y 8°C. No deben utilizarse
muestras muy hemolizadas, aunque las muestras algo hemolizadas o lipémicas no afectarán a los
resultados. En el caso de que quiera almacenarse durante más tiempo, la muestra debe congelarse
(-20°C o menos).
Procedimiento de análisis
Deje que todos los reactivos alcancen la temperatura ambiente (15°–25°C) antes de utilizarlos. Los
reactivos deben mezclarse mediante movimientos circulares suaves.
NOTA: Se facilitan dos procedimientos de análisis: El procedimiento número 1 es para el uso en
clínica. Los resultados se leen visualmente. El procedimiento número 2, que está destinado al uso
en laboratorio, requiere un equipo de lavado y un espectrofotómetro. Estos procedimientos de
análisis alternativos se facilitan para la comodidad del usuario. La sensibilidad y la especificidad de
ambos procedimientos son equivalentes.
Procedimiento núm. 1: protocolo para la clínica
1.Cuente el número de muestras a analizar más dos pocillos para el control positivo y negativo
(uno cada uno). Extraiga de la bolsa el número de pocillos que necesite. Deje los pocillos unidos
entre sí formando una tira. Anote la posición de las muestras y de los controles en una hoja de
trabajo.
2.Usando una pipeta de precisión y una punta de pipeta distinta para cada control, añada 100 μl
del control positivo al primer pocillo y 100 μl del control negativo al segundo.
3.Usando una pipeta de precisión y una punta de pipeta distinta para cada muestra, añadir
100 μl de suero o plasma en los pocillos apropiados. Incube la muestra y los controles durante
5 minutos.
4.Retire el líquido de los pocillos mediante inversión. Golpee los pocillos con firmeza sobre un
papel absorbente para eliminar todo el líquido sobrante.
5.Añada 70 μl de solución de conjugado de HRPO a cada uno de los pocillos. Incube a
temperatura ambiente durante 5 minutos.
6.Retire el líquido de los pocillos mediante inversión. Golpee la placa con firmeza sobre un papel
absorbente para eliminar todo el líquido sobrante. Usando el frasco de lavado, lave los pocillos
con un chorro fuerte de solución de lavado diluida rellenando por completo cada uno de los
pocillos y retirando el líquido sobrante. Golpee los pocillos sobre un papel absorbente después
de cada lavado. Repita todo el ciclo de lavado 5 veces.
7.Añada 50 μl de solución de sustrato TMB a cada uno de los pocillos. Incube a temperatura
ambiente durante 5 minutos.
8.Añada 50 μl de solución de frenado a cada uno de los pocillos. Realice la mezcla mediante
golpecitos suaves. Lea el resultado visualmente. El color se mantendrá estable durante
15 minutos.
Debe volver a realizarse el análisis de todas las muestras positivas que no se hayan analizado
por duplicado. Si las muestras por duplicado o la repetición del análisis dieran resultados
inconsistentes, repita el ensayo.
1.Cuente el número de muestras a analizar más dos pocillos para el control positivo y negativo
(uno cada uno). Extraiga de la bolsa el número de pocillos que necesita y colóquelos sobre la
gradilla suministrada. Deje los pocillos unidos entre sí formando una tira. Anote la posición de
las muestras y de los controles en una hoja de trabajo.
2.Usando una pipeta de precisión y una punta de pipeta distinta para cada control, añada 100 μl
del control positivo (P) al primer pocillo y 100 μl del control negativo (N) al segundo.
3.Utilizando la pipeta de precisión y una punta de pipeta distinta para cada una de las muestras,
añada 100 μl de suero o plasma a los pocillos correspondientes.
4. Incube la muestra durante 30 minutos a temperatura ambiente (15°–25°C). Aspire y retire el
contenido de todos los pocillos.
5. Lave cada pocillo 5 veces con aproximadamente 0,30 ml de solución de lavado diluida. Después
de cada lavado, aspire el contenido de todos los pocillos. Tras el lavado final, golpee los pocillos
firmemente sobre el papel absorbente para eliminar cualquier resto de la solución de lavado.
Evite que los pocillos se sequen entre los lavados y antes de añadir los reactivos.
6. Añada 100 μl de solución de conjugado de HRPO a cada uno de los pocillos. Incube durante 30
minutos a temperatura ambiente (15°–25°C).
7. Proceda al lavado tal y como se describe en el paso 5.
8.Añada 50 μl de solución de sustrato TMB a cada uno de los pocillos. Incube durante 10 minutos
a temperatura ambiente (15°–25°C).
9. Añada 50 μl de solución de frenado a cada uno de los pocillos.
10.Mida y anote los valores de densidad óptica (OD) de las muestras y los controles a una longitud
de onda de 650 nm.
11.Calcule los resultados:
a. Calcule el valor P-N: P-N = OD control positivo – OD control negativo
b. Calcule el valor umbral: Valor umbral = OD control negativo + 0,05
Sensibilidad y especificidad
Sensibilidad y especificidad de PetChek Filaria
Evaluadas mediante muestras negativas y positivas caracterizadas
Tamaño de la muestra del
Kit/Referencia
ID del
estudio1
+/+
-/+
+/-
-/-
Tipo de
muestra
59
1
0
65
Suero
Límites de confianza del 95%
para la especificidad
y la sensibilidad relativas
Estadística
kappa
Sen. 98% (LC 95% 91,1–100%)
Espec. 100% (LC 95% 99,5–100%
0,984
1. Basándose en una comparación de 4 análisis para la detección de filaria en la clínica, en las que cualquier muestra
que diera resultados discrepantes se caracterizó posteriormente como positiva o negativa mediante necropsia.
Resultados
Para que el ensayo sea válido, el valor P-N debe ser superior a 0,150. Además, el valor de densidad
óptica (OD) del control negativo debe ser inferior o igual a 0,150. Si la prueba no es válida, debe
sospecharse de que hubo un error en la técnica y debe repetirse el ensayo.
Interpretación de los resultados del análisis
Si la OD de la muestra es inferior al valor umbral, la muestra es negativa.
Servicio de Atención al Cliente de IDEXX
EE.UU./Canadá 1-800-248-2483 • Europa 00800 1234 3399
Australia 1800-655-978
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Si la OD de la muestra es superior a o igual al valor umbral, la muestra es positiva.
Debe volver a realizarse el análisis de todas las muestras positivas que no se hayan analizado
por duplicado. Si las muestras por duplicado o la repetición del análisis dieran resultados
inconsistentes, repita el ensayo.
Autorización veterinaria de los EE.UU. Nº 313
Código de producto 5018.02
*PetChek es una marca o una marca registrada de
IDEXX Laboratories, Inc. en los Estados Unidos y/o en otros países.
© 2009 IDEXX Laboratories, Inc. Todos los derechos reservados.
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