SOD DIAGNOSTICA GENETICA
CARTA DEI SERVIZI
D/1416/72-2
ed. 2
rev. 2
CARTA DEI SERVIZI
SOD DIAGNOSTICA GENETICA
Azienda Ospedaliero-Universitaria Careggi - sede legale: largo Brambilla, 3 - 50134 FIRENZE
SOD Diagnostica Genetica, padiglione 15 Piastra dei servizi, tel. 0557949363
www.aou-careggi.toscana.it
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SOMMARIO
1 PRESENTAZIONE DELLA SOD DIAGNOSTICA GENETICA................................................................................................. 5
2 ATTIVITA’ .................................................................................................................................................................................. 5
2.1
2.2
2.3
2.4
2.5
2.6
AMBULATORIO ............................................................................................................................. 5
CITOGENETICA ............................................................................................................................ 5
CITOGENETICA MOLECOLARE ....................................................................................................... 5
BIOLOGIA MOLECOLARE ............................................................................................................... 6
GENETICA FORENSE .................................................................................................................... 6
CENTRO DI RIFERIMENTO .............................................................................................................. 6
3 MODALITÀ DI ACCESSO ALLE PRESTAZIONI ..................................................................................................................... 6
3.1
3.2
3.3
3.4
3.5
3.6
3.7
DOCUMENTI DA PRESENTARE AL MOMENTO DELLA PRENOTAZIONE ................................................. 7
UBICAZIONE DEL LABORATORIO E DELL’AMBULATORIO CONSULENZE .............................................. 7
INFORMAZIONI E PRENOTAZIONI .................................................................................................... 7
PAGAMENTO DEL TICKET .............................................................................................................. 7
CONSEGNA DEI REFERTI ............................................................................................................... 7
PRIVACY ...................................................................................................................................... 8
MEDIAZIONE CULTURALE .............................................................................................................. 8
4 INFORMAZIONI PER L’UTENTE ............................................................................................................................................. 8
4.1
4.2
4.3
4.4
SITO INTERNET ............................................................................................................................. 8
OPUSCOLO INFORMATIVO ............................................................................................................. 8
CARTA DEI SERVIZI ....................................................................................................................... 8
RECLAMI E SEGNALAZIONI ............................................................................................................. 9
5 CERTIFICAZIONE ................................................................................................................................................................... 10
6 STANDARD DI QUALITÀ ....................................................................................................................................................... 10
6.1
CONTROLLI DI QUALITÀ ............................................................................................................... 10
7 ANALISI CITOGENETICA ...................................................................................................................................................... 11
7.1
7.2
7.3
7.4
7.5
7.6
IN DIAGNOSI PRENATALE ............................................................................................................. 11
ANALISI CITOGENETICA/MOLECOLARE DI MATERIALE O TESSUTO ABORTIVO .................................. 13
ANALISI CITOGENETICA POSTNATALE........................................................................................... 13
ANALISI CITOGENETICA PER ANOMALIE ACQUISITE........................................................................ 15
ANALISI CITOGENETICA PER TESSUTO TUMORALE ........................................................................ 15
RICERCA DI ROTTURE CROMOSOMICHE ....................................................................................... 16
8 ANALISI CITOGENETICA MOLECOLARE ............................................................................................................................ 16
9 ANALISI GENETICA MOLECOLARE .................................................................................................................................... 18
9.1
9.2
9.3
9.4
PRINCIPI .................................................................................................................................... 18
QUANDO SI ESEGUE ................................................................................................................... 18
METODI ..................................................................................................................................... 18
MODALITÀ DI PRELIEVO E TRASPORTO PER CAMPIONI DI BIOLOGIA MOLECOLARE ........................... 19
10 ELENCO DEI TEST ESEGUITI IN BIOLOGIA MOLECOLARE ............................................................................................. 20
10.1.1 ACROMATOPSIA ...................................................................................................................................................... 20
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10.1.2 AMAUROSI CONGENITA DI LEBER ............................................................................................................................. 21
10.1.3 AMILOIDOSI FAMILIARE ........................................................................................................................................... 22
10.1.4 ANALISI DEL CHIMERISMO POST-TRAPIANTO ............................................................................................................. 24
10.1.5 ANALISI DI CONTAMINAZIONE MATERNA .................................................................................................................... 25
10.1.6 ANALISI DI IPERMUTAZIONE DEL GENE IGHV ............................................................................................................ 25
10.1.7 ANALISI MOLECOLARE MIELODISPLASTICA DEI GENE TP53 E ASXL1 ......................................................................... 26
10.1.8 ANALISI MOLECOLARE DI RIARRANGIAMENTI CLONALI DEL GENE IGH E DEI GENI TCR Β E Γ ......................................... 27
10.1.9 ANALISI DI ZIGOSITÀ ............................................................................................................................................... 28
10.1.10 CARDIOMIOPATIA IPERTROFICA ............................................................................................................................... 29
10.1.11 CARDIOMIOPATIA DILATATIVA FAMILIARE ................................................................................................................. 30
10.1.12 DISPLASIA/CARDIOMIOPATIA ARITMOGENA DEL VENTRICOLO DESTRO (ARVC), ......................................................... 31
10.1.13 CARIOTIPO MOLECOLARE (CGH ARRAY) ............................................................................................................... 33
10.1.14 CECITÀ NOTTURNA CONGENITA STAZIONARIA ........................................................................................................... 34
10.1.15 CHARCOT MARIE TOOTH......................................................................................................................................... 35
10.1.16 COROIDEREMIA ................................................................................................................................................. 36
10.1.17 HEREDITARY NEUROPATHY WITH LIABILITY TO PRESSURE PALSIES (HNPP) ............................................................. 37
10.1.18 DEGENERAZIONE MACULARE SENILE ....................................................................................................................... 38
10.1.19 DISOMIE UNIPARENTALI (UDP) ............................................................................................................................... 39
10.1.20 DISTROFIA DEI CONI ................................................................................................................................................ 40
10.1.21 DISTROFIA CRISTALLINA DI BIETTI .................................................................................................................. 41
10.1.22 DISTROFIA MUSCOLARE DI DUCHENNE - BECKER ..................................................................................................... 42
10.1.23 DISTROFIE RETINICHE A PATTERN/DISTROFIA VITELLIFORME DELL’ADULTO ................................................................ 43
10.1.24 EMOCROMATOSI EREDITARIA .................................................................................................................................. 44
10.1.25 EMOFILIA A ............................................................................................................................................................ 45
10.1.26 EMOFILIA B ............................................................................................................................................................ 46
10.1.27 FARMACOGENETICA ................................................................................................................................................ 48
10.1.28 FIBROSI CISTICA ..................................................................................................................................................... 49
10.1.29 INDAGINE MOLECOLARE PER RENE POLICISTICO DELL’ADULTO (ADPKD)................................................................... 51
10.1.30 IPOCALIEMIA/IPERCALIEMIA ..................................................................................................................................... 52
10.1.31 MALATTIA DI BEST O DISTROFIA MACULARE VITELLIFORME........................................................................................ 53
10.1.32 MALATTIA DI. FABRY ............................................................................................................................................... 55
10.1.33 MALATTIA DI STARGARDT ........................................................................................................................................ 56
10.1.34 MICRODELEZIONI DEL CROMOSOMA Y ..................................................................................................................... 57
10.1.35 RETINITE PIGMENTOSA AUTOSOMICA RECESSIVA, AUTOSOMICA DOMINANTE E X-LINKED ............................................ 58
10.1.36 RETINOSCHISI GIOVANILE ................................................................................................................................ 59
10.1.37 RICERCA DI DELEZIONI E DUPLICAZIONI SUBTELOMERICHE MEDIANTE MLPA ............................................................. 60
10.1.38 RICERCA DI MICRODELEZIONI/MICRODUPLICAZIONI IN 22Q11 .................................................................................... 61
10.1.39 RICERCA RAPIDA DI ANEUPLOIDIE CROMOSOMICHE .................................................................................................. 62
10.1.40 SINDROME DI ANGELMAN ........................................................................................................................................ 63
10.1.41 SINDROME DI BARDET-BIEDL .................................................................................................................................. 63
10.1.42 SINDROME DI CRIGLER NAJJAR ............................................................................................................................... 64
10.1.43 SINDROME GILBERT................................................................................................................................................ 66
10.1.44 SINDROME DI PRADER-WILLI ................................................................................................................................... 66
10.1.45 SINDROME DI SILVER RUSSELL ............................................................................................................................... 67
10.1.46 SINDROME VON HIPPEL-LINDAU .............................................................................................................................. 68
10.1.47 SINDROME DI USHER .............................................................................................................................................. 69
10.1.48 SINDROME DELL’ X-FRAGILE ................................................................................................................................... 70
10.1.49 SORDITÀ EREDITARIA ............................................................................................................................................. 71
10.1.50 TRASLOCAZIONE IGH/BCL1 E IGH/BCL2 .................................................................................................................. 72
10.1.51 VITREORETINOPATIE ............................................................................................................................................... 73
10.1.52 CARIOTIPO MOLECOLARE (CGH ARRAY) ................................................................................................................. 74
10.1.53 TEST PRENATALI NON INVASIVI SU DNA LIBERO CIRCOLANTE DA PLASMA MATERNO .................................................... 75
11 GENETICA FORENSE ............................................................................................................................................................ 78
11.1.1 TEST DI PATERNITÀ ................................................................................................................................................. 78
11.1.2 TEST DI PARENTELA ................................................................................................................................................ 79
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11.1.3 TEST DI IDENTITÀ PERSONALE.................................................................................................................................. 79
12 BIOBANCA GENETICA .......................................................................................................................................................... 80
Gruppo di redazione:
NOME
REVISIONE
APPROVAZIONE
FUNZIONE
C. De Sanzo
RSGQ
F. Torricelli
Direttore
DATA
FIRMA
15/05/2015
18/05/2015
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PRESENTAZIONE DELLA SOD DIAGNOSTICA GENETICA
La SOD Complessa Diagnostica Genetica dell’Azienda Ospedaliero - Universitaria Careggi fa parte
del Dipartimento dei Servizi area diagnostica di laboratorio ed è diretta dalla Dott.ssa Francesca Torricelli.
La Mission della SOD Diagnostica Genetica è quella di offrire prestazioni di alta specializzazione in
citogenetica, nell’ambito della diagnosi pre e post natale e in genetica per la prevenzione e la ricerca delle
malattie genetiche pre-natale, post-natale ed acquisite. Ciò costituisce per la SOD Diagnostica Genetica un
impegno costante, ed allo stesso tempo uno strumento con cui contribuire alla crescita di tutti i collaboratori
della struttura, degli altri specialisti e del cittadino nonché allo sviluppo della sanità del proprio territorio. La
SOD Diagnostica Genetica da sempre ha fatto proprio l’obiettivo di fornire servizi di elevato livello qualitativo,
collaborando con le strutture della propria Azienda, con strutture regionali, extra regionali, ed internazionali,
e con le associazioni dei familiari di patologia per il raggiungimento della soddisfazione dell’utente.
La SOD Diagnostica Genetica svolge attività diagnostica e di consulenza clinica per patologie
ereditarie e variabilità genetica; inoltre sviluppa progetti di ricerca nell’ambito della genetica. Eroga
prestazioni per conto del Sistema Sanitario Nazionale, come laboratorio d’alta specializzazione. Per fa ciò si
è dotata di strumentazione di alto livello tecnologico e all’avanguardia:come i più sofisticati analizzatori di
immagini per il settore di citogenetica ed un sistema robotizzato integrato per il settore della biologia
molecolare. Dispone di personale altamente qualificato e costantemente aggiornato sulle novità analitiche e
tecnologiche. E’ dotata di personale appartenente ai profili professionali di biologi, tecnici sanitari di
laboratorio, amministrativi.
2
2.1
ATTIVITA’
AMBULATORIO
Presso l’ambulatorio della SOD Diagnostica Genetica si effettuata il servizio di consulenza genetica
pre test, post test e clinica nella quale i soggetti e le famiglie vengono informati sulla natura, l’ereditarietà e le
implicazioni delle malattie genetiche. La consulenza è anche finalizzata a fornire un aiuto all’utente al fine di
prendere decisioni informate d’ordine medico e personale.
Molteplice è l’attività di consulenza:
consulenza genetica diagnostica pre test
consulenza genetica per forense.
2.2
CITOGENETICA
Le analisi citogenetiche consentono lo studio dell’assetto cromosomico delle cellule e quindi del
cariotipo e l’individuazione di piccole alterazioni strutturali dei cromosomi; l’attività prevede l’effettuazione di
indagini diagnostiche volte all’identificazione delle anomalie cromosomiche costituzionali (citogenetica
costituzionale), acquisite (citogenetica acquisita) e allo studio delle anomalie cromosomiche indotte e delle
sindromi da instabilità cromosomica (mutagenesi citogenetica).
2.3
CITOGENETICA MOLECOLARE
La citogenetica molecolare prevede lo studio di regioni cromosomiche specifiche attraverso tecniche
che sfruttano il legame tra una sonda molecolare, (costituita da un frammento di DNA, specifico per la
regione di interesse, marcato con composti fluorescenti), e la sequenza di DNA complementare del
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preparato che è stato fissato e montato su un vetrino portaoggetti. La tecnica dell’Ibridazione in situ
fluorescente (FISH) è la tecnica di citogenetica molecolare attualmente in uso nella SOD Diagnostica
Genetica e viene applicata di routine all’analisi del cariotipo, ma solo nei casi selezionati in base a specifici
sospetti diagnostici o per approfondire determinate anomalie citogenetiche.
2.4
BIOLOGIA MOLECOLARE
Le indagini di genetica molecolare consistono nello studio del DNA le cui alterazioni possono essere
correlate o responsabili di un particolare fenotipo; attraverso l’analisi molecolare è quindi possibile
individuare mutazioni del patrimonio genetico responsabili di malattie ereditarie e/o varianti polimorfiche.
Il Laboratorio inoltre si è particolarmente impegnato per la diagnosi di alcune malattie rare per le quali
è stato riconosciuto centro di riferimento nazionale e/o internazionale.
2.5
GENETICA FORENSE
L’attività di questo settore del Laboratorio è rivolta alle indagini di paternità, di identità e criminalistiche
ed è rivolto ad utenti esterni, studi legali e Procure della Repubblica. E’ Costituita da professionisti del settore
altamente qualificati, consulenti presso Tribunali italiani e studi legali.
2.6
CENTRO DI RIFERIMENTO
La SOD Diagnostica Genetica eroga prestazioni in qualità di:
Centro di riferimento della diagnosi prenatale del primo trimestre dei servizi di Genetica Medica per
l’Area Vasta Centro;
Centro di riferimento regionale per la caratterizzazione genetica delle degenerazioni retiniche
ereditarie;
Centro genomico e post genomico per lo sviluppo e l'applicazione delle tecnologie ad alta
innovazione in ambito biomedico;
Centro di riferimento regionale Prevenzione e Diagnosi Prenatale di Difetti Congeniti;
Centro di riferimento regionale per la Diagnosi Genetica di Fibrosi Cistica;
Centro di riferimento regionale della Malattia di Anderson Fabry;
Centro di riferimento regionale per l’Amiloidosi;
Centro di riferimento regionale Consulenza in situazioni di abuso e violenza sessuale;
Centro di riferimento regionale Coagulopatie congenite;
Centro di riferimento regionale Cardiomiopatia ipertrofica dilatativa.
Centro genomico e post genomico per lo sviluppo e l'applicazione delle tecnologie ad alta
innovazione in ambito biomedico.
3
MODALITÀ DI ACCESSO ALLE PRESTAZIONI
Per poter effettuare un’analisi presso la SOD Diagnostica Genetica è necessaria una richiesta su
ricettario regionale da parte del Medico di Medicina Generale o dello specialista. La richieste deve riportare
sempre il quesito diagnostico o la motivazione clinica.
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Per gli utenti esterni la SOD Diagnostica Genetica eroga le prestazioni previo appuntamento telefonico
mentre le strutture interne e/o esterne all’Azienda Ospedaliero-Universitaria Careggi devono inviare i
campioni sulla base di accordi precedentemente stabiliti.
La presa in carico del bisogno di salute dei pazienti che accedono alla struttura con richiesta del
Medico di Medicina Generale per prestazioni ambulatoriali avrà luogo con modalità diverse, secondo che
venga richiesta una visita specialistica (consulenza) e o accertamenti di diagnostica di laboratorio. In caso di
Day Hospital o di ricovero, sia in reparti dell’AOUC che in reparti esterni all’ AOUC, il paziente deve
presentare richiesta su modulo interno specifico della struttura richiedente. Anche nel caso in cui la struttura
invii il campione biologico esso deve sempre essere accompagnato da modulo interno specifico della
struttura richiedente.
3.1
DOCUMENTI DA PRESENTARE AL MOMENTO DELLA PRENOTAZIONE
Al momento della prenotazione sia telefonica che presso la segreteria della struttura, l’utente deve
essere munito di richiesta su ricettario regionale. Al momento della visita/consulenza l’utente è tenuto a
presentare la tessera sanitaria e le eventuali analisi importanti al fine del quesito diagnostico.
3.2
UBICAZIONE DEL LABORATORIO E DELL’AMBULATORIO CONSULENZE
La SOD Diagnostica Genetica è ubicata presso il padiglione n. 15 “Piastra dei Servizi”; il laboratorio si
trova nel sottosuolo dell’edificio mentre l’ambulatorio per le consulenze genetiche ed il prelievo è ubicato al
piano terreno, stanza 27, adiacente al centro prelievi.
3.3
INFORMAZIONI E PRENOTAZIONI
Orario di apertura al pubblico della segreteria
Per appuntamenti, informazioni e consegna referti:
Lunedì e Mercoledì dalle ore 9.00 alle ore 11.00.
Appuntamenti telefonici
Per prenotare una consulenza pre test:
Martedì e Giovedì dalle ore 9.00 alle ore 11.00.
Telefono 0557949363
Gli appuntamenti vengono presi a partire dal primo giorno del mese per i due mesi successivi fino ad
esaurimento dei posti disponibili.
3.4
PAGAMENTO DEL TICKET
Il pagamento del ticket si effettua al momento della consulenza o della consegna del campione. Il
pagamento può effettuato presso il punto giallo al piano terra della Piastra, in contanti o bancomat.
Esenzioni: sono esenti i pazienti già in possesso di un certificato di esenzione totale o malattia rara e
per reddito come indicato dalla vigente normativa.
3.5
CONSEGNA DEI REFERTI
E’ possibile ritirare i referti nei giorni di Lunedì e Mercoledì dalle ore 9.00 alle ore 11.00.
Azienda Ospedaliero-Universitaria Careggi - sede legale: largo Brambilla, 3 - 50134 FIRENZE
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I referti possono essere ritirati a partire dal giorno indicato dal personale amministrativo al momento
dell'accettazione amministrativa o secondo indicazioni fornite al momento della consulenza. E’ possibile
richiedere la spedizione a domicilio del referto previo compilazione di modulo di autorizzazione al momento
della consulenza o della consegna del campione.
Al momento del ritiro del referto è necessario presentare la ricevuta di pagamento del ticket ed il
documento di riconoscimento. É inoltre importante tenere presente che nel caso in cui si sia sprovvisti del
documento di riconoscimento o della delega necessaria al ritiro gli operatori non potranno consegnare il
referto.
3.6
PRIVACY
Al fine di garantire la riservatezza delle persone che effettuano gli esami, la SOD Diagnostica
Genetica si attiene alle seguenti indicazioni:
- il referto è consegnato in modo da garantire la totale riservatezza del contenuto;
- il referto viene consegnato ad una persona diversa dal diretto interessato esclusivamente in
presenza di delega scritta.
Al momento del ritiro del referto è sempre presente un medico o un biologo al quale rivolgersi in caso
si desiderino chiarimenti.
3.7
MEDIAZIONE CULTURALE
Per facilitare i percorsi di cura delle persone straniere o di diverse religioni, sono disponibili mediatori
culturali, interpreti e, su richiesta, ministri del proprio culto.
E’ possibile rivolgersi all’Ufficio Spedalità Stranieri padiglione 2 Nuovo Ingresso Careggi - Direzione
tel. 055.794.9888 fax 055.794.7960 - 055.794.9838 dal lunedì al sabato ore 7,30 – 13,30
4
4.1
INFORMAZIONI PER L’UTENTE
SITO INTERNET
L’utente può avere informazioni sul laboratorio consultando il sito internet alla pagina http://www.aoucareggi.toscana.it/. Dal sito è inoltre possibile scaricare documenti come il consenso informato e l’informativa
relative ai test eseguiti dalla SOD Diagnostica Genetica.
4.2
OPUSCOLO INFORMATIVO
La SOD Diagnostica Genetica ha realizzato in collaborazione con la Regione Toscana un opuscolo
informativo dal titolo " Geni e dintorni" contenenti informazioni sulle Malattie genetiche e sulla diagnosi
prenatale, scaricabile alla pagina: http://www.aou-careggi.toscana.it/ .
4.3
CARTA DEI SERVIZI
Dal sito internet dell’Azienda - Ospedaliero Universitaria Careggi http://www.aou-careggi.toscana.it/ è
possibile scaricare la presente Carta dei servizi.
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4.4
RECLAMI E SEGNALAZIONI
L’utente ha la possibilità di inviare segnalazioni, reclami ed elogi, scritti o verbali relativi a questioni
reclami tecnico professionali e non.
Reclami
Chi può presentare un reclamo:
direttamente l’interessato, i suoi parenti o le associazioni di volontariato e tutela (in questo caso su
delega scritta del diretto interessato).
A chi deve essere indirizzato il reclamo:
al Direttore Generale dell'Azienda Ospedaliero-Universitaria Careggi.
Cosa deve contenere il reclamo:
le generalità del soggetto interessato (nome, cognome, indirizzo e recapito telefonico laddove si
possegga)
un’adeguata descrizione dell’evento denunciato
la firma
Il reclamo può essere consegnato:
a mano direttamente all’Ufficio Protocollo dell’Azienda
per posta al seguente indirizzo: Largo Brambilla, 3 - 50134 Firenze
per fax: 055.794.7791
per e-mail: [email protected]
In questo caso il reclamo dovrà essere formalizzato con una firma autografa presso l'Ufficio Relazioni
con il Pubblico.
Gli utenti possono anche inviare reclami non formali
al Direttore della SOD Diagnostica Genetica Dott.ssa Francesca Torricelli per e-mail:
[email protected]
al Laboratorio Diagnostica Genetica per e-mail: [email protected]
Segnalazioni ed elogi
Al fine di migliorare i nostri servizi è possibile inoltrare segnalazioni di disservizio o suggerimenti
organizzativi utilizzando le schede da inserire nelle apposite cassette presenti nei padiglioni, oppure
telefonando o recandosi di persona all’ Ufficio Relazioni con il Pubblico.
L’utente può recarsi direttamente al laboratorio e compilare l’apposito modulo messo a disposizione
presso la Segreteria del Laboratorio quindi consegnarlo al personale o imbucarlo nella cassetta postale
all’ingresso della stessa.
Chi vuole esprimere gratitudine o riconoscenza per il servizio ricevuto lo può fare in forma scritta
inviando elogi e ringraziamenti all’Ufficio Relazioni con il Pubblico che provvederà a inoltrarli direttamente
agli operatori sanitari o alle strutture a cui sono rivolti, oppure direttamente al laboratorio compilando
l’apposito modulo a disposizione nella Segreteria del Laboratorio quindi consegnarlo al personale o
imbucarlo nella cassetta postale all’ingresso della stessa.
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CERTIFICAZIONE
L’orientamento alla qualità coinvolge, in un processo di miglioramento, l’intera attività della SOD
Diagnostica Genetica allo scopo di migliorarne l’efficienza e l’efficacia in relazione alla “soddisfazione”
dell’utente/paziente e delle parti interessate al processo. A tale scopo la SOD Diagnostica Genetica ha
sviluppato il proprio sistema di gestione orientato alla Qualità secondo il modello UNI EN ISO 9001:2008
Sistemi di gestione per la qualità – Requisiti, e secondo il Disciplinare della Società Italiana di Genetica
Umana.
La SOD Diagnostica Genetica si è certificata nell’ottobre 2008 secondo la norma ISO 9001 per
“Attività di diagnostica e consulenza clinica per patologie ereditarie per lo studio della variabilità genetica,
sviluppo di progetti di ricerca nell’ambito genetico”.
Nel 2009 il Laboratorio ha ricevuto la visita ispettiva per l’accreditamento SIGU (Società Italiana di
Genetica Umana), da parte di Bureau Veritas come ente di parte terza, specifica per i Laboratori di Genetica
Medica. Negli anni successivi il laboratorio ha ottenuto il rinnovo della certificazione ISO 9001 (numero
certificato IT 235692F).
Dal 2012 il Laboratorio, settore Genetica Forense, ha ottenuto l’accreditamento dall’Ente di
certificazione Accredia della prova “Analisi di genetica forense attraverso lo studio di polimorfismi genetici”
con standard UNI CEI EN ISO/IEC 17025 (numero accreditamento n. 1268) per il test di paternità, test di
parentela e test di identità personale,
6
STANDARD DI QUALITÀ
La SOD Diagnostica Genetica opera in riferimento agli standard qualitativi del disciplinare della
Società Italiana di Genetica Umana (SIGU) finalizzati ad operare per un miglioramento continuo della qualità
delle prestazioni offerte dalle Strutture di Genetica Medica a garanzia dei cittadini ed anche a tutela di tutti i
professionisti del settore ed in riferimento alle linee guida e alle raccomandazione delle Società Scientifiche.
Per il controllo dell’adeguatezza a tali standard la SOD Diagnostica Genetica esegue il monitoraggio
di indicatori di qualità. Tra i vari indicatori la SOD Diagnostica Genetica procede al monitoraggio dei tempi di
risposta, il numero dei reclami, la soddisfazione degli utenti attraverso questionari specifici.
6.1
CONTROLLI DI QUALITÀ
La qualità del risultato dell’analisi è assicurata attraverso controlli sistematici. La SOD Diagnostica
Genetica partecipa annualmente a Controlli Esterni di Qualità (VEQ), per analisi di Citogenetica e
Molecolare, effettuati rispettivamente dagli Enti organizzatori internazionali come il Cytogenetics European
Quality Assessment (CEQA) e l’ European Molecular Genetics Quality Network (EMQN).
In particolare per il settore Molecolare il laboratorio partecipa alla VEQ dell’EMQN relativamente ai test
per Sindrome dell’X Fragile, Fibrosi Cistica, Emocromatosi Ereditaria, Distrofia Muscolare di Duchenne e
Becker, Sindrome di Prader-Willi e Angelman, Sordità Ereditaria, Charcot Marie Tooth, Microdelezioni del
Cromosoma Y, e controlli di qualità per la tecnica del sequenziamento, alla base di numerosi test diagnostici.
Per il settore Genetica Forense si effettua il Controllo Qualità Europeo promosso dal GEDNAP e il
Controllo Qualità Italiano promosso dal GEFI.
Azienda Ospedaliero-Universitaria Careggi - sede legale: largo Brambilla, 3 - 50134 FIRENZE
SOD Diagnostica Genetica, padiglione 15 Piastra dei servizi, tel. 0557949363
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CARTA DEI SERVIZI
Per il settore Citogenetica il controllo esterno di qualità è eseguita per il liquido amniotico, il villo
coriale, sangue periferico, indagini ematologiche (Mature B- and T-cell neoplasms, Myeloid Disorders and
Acute Leukaemias), Array-CGH in epoca postnatale.
Il controllo prevede l’invio da parte del Cytogenetics European Quality Assessment di immagini di
metafasi al laboratorio che deve eseguire l’analisi del caso e rinviare il relativo referto.
7
ANALISI CITOGENETICA
7.1 IN DIAGNOSI PRENATALE
La diagnosi prenatale si esegue su liquido amniotico, villo coriale e sangue fetale. E’ eseguita in
gravidanza (nel primo, secondo o terzo trimestre) e permette lo studio del cariotipo fetale attraverso
un’indagine citogenetica su villo coriale, liquido amniotico, sangue fetale. Tale prestazione in caso di
gravidanza a rischio per anomalie genetiche ed anomalie cromosomiche, è esente da ticket, come da
protocollo regionale.
Indicazione all’analisi:
Madri con età superiore ai 35 anni di età
Genitori con precedente figlio affetto da anomalia cromosomica o da malattia genetica
diagnosticabile.
Genitori portatori di riarrangiamento strutturale o da malattia genetica
Patologia fetale eco evidenziata
Test di screening
Modalità dell’esame:
L'esame prevede l'esecuzione della coltura cellulare e l’analisi del cariotipo con tecniche di
colorazione differenziale su tessuti fetali quali villo coriale, liquido amniotico, sangue fetale. Il prelievo del
materiale fetale necessario per tale diagnosi comporta un aumento del rischio di aborto che deve essere
accuratamente valutato in sede di consulenza genetica. In caso d'analisi su villo coriale si effettua una
valutazione immediata della presenza di materiale fetale e l'esito di tale valutazione è tempestivamente
comunicato via fax al personale della struttura di provenienza. In caso d'analisi su sangue fetale, per
confermare la presenza di cellule fetali, l'analisi è preceduta da un confronto di valori emocromocitometrici
fra il sangue della madre ed il sangue fetale eseguito presso il laboratorio di Chimica Clinica dell' AOUC.
Dove si effettua l’analisi:
ll prelievo di liquido amniotico è eseguito presso tutti i centri di Diagnosi Prenatale della ASL, della
Azienda Ospedaliero-Universitaria Careggi di Firenze e dell’Azienda Ospedaliera Meyer. Il prelievo di villo
coriale e sangue fetale si esegue presso l'ambulatorio di Diagnosi Prenatale dell' Azienda OspedalieroUniversitaria Careggi e Azienda Ospedaliera Meyer e della Diagnosi Prenatale della ASL Firenze.
Tempi di risposta:
Standard liquido amniotico
Standard villo coriale coltura a breve termine
21 giorni
7 giorni
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CARTA DEI SERVIZI
Standard villo coriale, coltura a lungo termine
Standard sangue fetale
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21 giorni
7 giorni.
Giorni e orari di accettazione dei campioni:
Dal lunedì al giovedì dalle 8.00 alle 14.00.
Per invio di campioni urgenti sono necessari accordi telefonici con il Laboratorio.
Documentazione da allegare al campione:
Richiesta su ricettario regionale o modelli aziendali
Tessera sanitaria
consulenza genetica
consenso informato
scheda dati paziente (anagrafici ed anamnestici)
Modalità di raccolta e trasporto del materiale biologico:
A.
Campioni di liquido amniotico
1. Quantità di campione necessario per l’esame: 18-20 ml distribuiti in 2 provette da 9-10 ml
ciascuna;
2. Tipo di contenitore: provetta conica sterile con tappo a vite;
3. Modalità di identificazione del campione: cognome e nome utente, data di nascita; firma dell’utente
4. Conservazione del campione: temperatura ambiente;
5. Tempi di consegna al laboratorio: nel più breve tempo e comunque entro 24 ore dal prelievo;
6. Condizioni e modalità di trasporto del campione: temperatura ambiente; i campioni devono essere
trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto indicata.
Nota: in caso di prelievo che presenta contaminazione ematica è necessario aggiungere 1
goccia di eparina.
B.
Campioni di villo coriale
1. Quantità di campione necessario per l’esame: 15-25 mg
2. Tipo di contenitore: siringa o provetta (a fondo piatto sterile con tappo a vite) forniti dal laboratorio
contenenti il terreno per la raccolta.
3. Modalità di identificazione del campione: cognome e nome utente, data di nascita; firma dell’utente
4. Conservazione del campione: temperatura ambiente
5. Tempi di consegna al laboratorio: nel più breve tempo, e comunque entro 24 ore
6. Condizioni e modalità di trasporto del campione: temperatura ambiente; i campioni devono essere
trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto indicata.
7. in caso di gravidanza gemellare è necessario inviare anche un campione di sangue materno: 2
provette tappo viola con anticoagulante
C.
Campione di sangue fetale
1. Quantità di campione di sangue fetale necessario per l’esame: 1-2 ml;
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2. Quantità di campione di sangue periferico della madre: 5 ml;
3. Tipo di contenitore: siringa con eparina;
4. Modalità di identificazione dei campioni: cognome e nome della madre su entrambe le siringhe ma
distinte in sangue fetale e sangue materno, data di nascita della madre;
5. Conservazione del campione: temperatura ambiente
6. Tempi di consegna al laboratorio: entro 3 ore dal prelievo
7. Condizioni e modalità di trasporto del campione: temperatura ambiente; i campioni devono essere
trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto indicata.
7.2
ANALISI CITOGENETICA/MOLECOLARE DI MATERIALE O TESSUTO ABORTIVO
L’analisi citogenetica prevede lo studio del cariotipo fetale su villo coriale da aborto spontaneo e/o
tessuti fetali. L’analisi molecolare prevede la ricerca delle aneuploidie cromosomiche più frequenti.
Giorni e orari di accettazione dei campioni:
Dal lunedì al venerdì dalle 8.00 alle 14.00, sabato dalle ore 9 alle ore 12. Per invio di campioni urgenti
sono necessari accordi telefonici con il Laboratorio.
Documentazione necessaria, da allegare al campione:
Richiesta su ricettario regionale o modelli aziendali
Fotocopia tessera sanitaria
Consenso informato
Scheda dati paziente (anagrafici ed anamnestici)
Modalità di raccolta e trasporto del materiale biologico:
1. Quantità di campione necessario per l’esame: >15-20 mg.
2. Tipo di contenitore: provettone sterile contenete terreno di coltura fornito dal laboratorio o
contenitore sterile con soluzione fisiologica sterile;
3. Modalità di identificazione del campione: cognome e nome utente e data di nascita;
4. Conservazione del campione: temperatura ambiente
5. Tempi di consegna al laboratorio: nel più breve tempo, e comunque entro 24 ore
6. Condizioni e modalità di trasporto del campione: temperatura ambiente, ausiliari esterni , servizio
trasporto campioni se proveniente da altra struttura. I campioni devono essere trasportati in contenitori adatti
a conservarne la temperatura di trasporto indicata.
7. Data la possibilità di evidenziare contaminazione di DNA materno su DNA fetale, è necessario che
il campione di materiale abortivo sia accompagnato da un campione materno di sangue periferico in
EDTA.
Tempi di risposta: 30 giorni.
7.3
ANALISI CITOGENETICA POSTNATALE
L’indagine citogenetica è eseguita in diagnosi post natale e permette lo studio del cariotipo
costituzionale.
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L'esame prevede:
1. come parte integrante la consulenza genetica nella quale vengono raccolte informazioni sulla
famiglia e il consenso informato all’esame;
2. un prelievo di sangue periferico; non è necessario essere digiuni ma si può assumere una leggera
colazione.
Documentazione necessaria, da allegare al campione:
richiesta su ricettario regionale o modelli aziendali
tessera sanitaria
consulenza genetica
consenso informato
scheda dati paziente (anagrafici ed anamnestici)
Dove si effettua:
Il prelievo di sangue è eseguito presso il nostro laboratorio previo appuntamento telefonico.
Giorni e orari di accettazione dei campioni esterni:
Per invio di campioni esterni sono necessari accordi telefonici con il Laboratorio. Per esigenze
tecniche sono accettati il lunedì e il venerdì dalle 8.00 alle 14.00.
Tempi di risposta: 21 giorni.
N.B. Il tempo di risposta può prolungarsi nel caso in cui si renda necessario l’allestimento di tecniche
particolari qualora si evidenzi la necessità di effettuare indagini più approfondite.
Si esegue in:
Soggetti con sospetta sindrome cromosomica o malattia genetica
Genitori e familiari di soggetti con anomalie cromosomiche
Soggetti con ritardo mentale o ritardo d'accrescimento
morte neonatale
Coppie con figlio con sospetta sindrome cromosomica, deceduto senza diagnosi
Coppie con poliabortività
Soggetti infertili
Controllo dei genitori in diagnosi prenatale con anomalia cromosomica del feto
Modalità di raccolta e trasporto del materiale biologico:
1. Quantità di campione necessario per l’esame: >= 3 ml di sangue periferico
2. Tipo di contenitore: provetta eparinata tappo verde;
3. Modalità di identificazione del campione: cognome e nome utente, data di nascita.
4. Conservazione del campione: temperatura ambiente
5. Tempi di consegna al laboratorio: entro 3 ore dal prelievo
6. Condizioni e modalità di trasporto del campione: Temperatura ambiente; i campioni devono essere
trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto indicata
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7.4
ANALISI CITOGENETICA PER ANOMALIE ACQUISITE
L’analisi citogenetica si esegue per diagnosi di patologie ematologiche all'esordio della malattia e in
caso di terapia per valutare la persistenza di eventuali alterazioni. L’indagine prevede sia lo studio
citogenetico che lo studio di citogenetica molecolare con tecnica FISH con sonde specifiche. E’ previsto
inoltre lo studio del chimerismo post trapianto.
L'esame prevede:
l’analisi del cariotipo e l'esame mediante Ibridazione In Situ Fluorescente (FISH) con sonde
specifiche.
Giorni e orari di accettazione dei campioni:
dal lunedì al giovedì dalle 8.00 alle 14.00.
Per invio di campioni urgenti sono necessari accordi telefonici con il Laboratorio.
Documentazione necessaria, da allegare al campione:
Richiesta su ricettario regionale o modelli aziendali
Codice sanitario
consenso informato
scheda dati paziente (anagrafici ed anamnestici)
Tempi di risposta:
Standard
Standard
Urgenza
21 giorni con Tecnica FISH
21 giorni per cariotipo
7 giorni
Modalità di raccolta e trasporto del materiale biologico:
1. Quantità di campione necessario per l’esecuzione: 5 ml di sangue midollare eparinato
2. Tipo di contenitore: provetta contenitori senza additivo (provetta tappo rosso)
3. Modalità di identificazione del campione: cognome e nome utente e data di nascita
4. Conservazione del campione: temperatura ambiente
5. Tempi di consegna al laboratorio: in giornata entro le 14
6. Condizioni e modalità di trasporto del campione: temperatura ambiente; i campioni devono
essere trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto indicata.
7.5
ANALISI CITOGENETICA PER TESSUTO TUMORALE
L’'analisi citogenetica si esegue per lo studio del cariotipo di tessuti o tumori solidi.
Giorni e orari di accettazione dei campioni:
Dal lunedì al giovedì dalle 8.00 alle 14.00.
Per invio di campioni urgenti sono necessari accordi telefonici con il Laboratorio.
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Documentazione necessaria, da allegare al campione:
Richiesta su ricettario regionale o modelli aziendali
tessera sanitaria
consulenza genetica
consenso informato
scheda dati paziente (anagrafici ed anamnestici)
Modalità di raccolta e trasporto del materiale biologico:
1. Quantità di campione necessario per l’esame: >= 20 mg di tessuto
2. Tipo di contenitore: provetta sterile da 50 ml contenente terreno fornito dal laboratorio; in
assenza provettone o contenitore sterile con soluzione fisiologica sterile
3. Modalità d'identificazione del campione: cognome e nome utente, data di nascita, tipo di
materiale, data prelievo, provenienza
4. Conservazione del campione: a temperatura ambiente. I campioni devono essere
trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto indicata.
5. Tempi di consegna al laboratorio: entro 24 ore
6. Condizioni e modalità di trasporto del campione: temperatura ambiente; i campioni devono
essere trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto indicata.
Tempi di risposta:
Standard
Urgenza.
7.6
21 giorni
7 giorni
RICERCA DI ROTTURE CROMOSOMICHE
L'esame prevede l'esecuzione della coltura cellulare e l’analisi al microscopio delle rotture
cromosomiche (AC). Questo esame è eseguito in caso d'esposizione terapeutica o professionale del
soggetto ad agenti chimici, fisici o sospetti mutageni.
Tempi di risposta:
Standard
Urgenza.
8
21 giorni
7 giorni
ANALISI CITOGENETICA MOLECOLARE
La citogenetica molecolare prevede lo studio di regioni cromosomiche individuabili al microscopio
attraverso tecniche che sfruttano il legame tra una sonda molecolare, costituita da un frammento di DNA
specifico per la regione di interesse marcato con composti fluorescenti), e la sequenza di DNA
complementare del preparato che è stato fissato e montato su un vetrino portaoggetti.
L' Ibridazione in situ fluorescente (FISH) è una tecnica che consente la localizzazione di una specifica
sequenza di DNA su preparati fissati di cromosomi, nuclei interfasici e sezioni di tessuto, ottenuti da
qualsiasi tipo di materiale biologico (sangue, biopsie, liquido amniotico, gameti), sia esso fresco,
crioconservato o paraffinato.
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Giorni e orari di accettazione dei campioni
Dal lunedì al giovedì dalle 8.00 alle 14.00. Per invio di campioni urgenti sono necessari accordi
telefonici con il Laboratorio.
Documentazione necessaria, da allegare al campione
Richiesta su ricettario regionale o modelli aziendali per le strutture
tessera sanitaria
consulenza genetica
consenso informato
scheda dati paziente (anagrafici ed anamnestici)
Tempi di risposta:
per tutti i tipi di tessuti 21 giorni; urgenza 4 giorni
Modalità di raccolta e trasporto del materiale biologico
Pellet o vetrini per citogenetica
1. Quantità di campione necessario per l’esame: 2 o più vetrini, 2 ml di pellet
2. Tipo di contenitore: contenitore porta vetrini, provetta a fondo conico
3. Modalità di identificazione del campione: cognome e nome utente, data di nascita, tipo di materiale,
data di fissazione del campione, provenienza.
4. Conservazione del campione: pellet a –20°, vetrini a temperatura ambiente. I campioni devono
essere trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto indicata.
5. Tempi di consegna al laboratorio: secondo accordi.
6. Condizioni e modalità di trasporto del campione: Temperatura ambiente, tramite corriere se
proviene da strutture esterne, ausiliari esterni AOUC, autisti Aziende Sanitarie
Campione di liquido seminale
1. Quantità di campione necessario per l’esame: raccolta di liquido seminale rispettando 3 giorni di
astinenza da rapporti sessuali prima della raccolta.
2. Tipo di contenitore: Contenitore sterile .
3. Modalità di identificazione del campione: cognome e nome utente, e data di nascita
4. Conservazione del campione: temperatura ambiente.
5. Tempi di consegna al laboratorio: entro 30 minuti dalla raccolta ; in genere la raccolta è effettuata
in laboratorio.
6. Condizioni e modalità di trasporto del campione: a temperatura ambiente, consegna al laboratorio
entro mezz’ora. I campioni devono essere trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di
trasporto indicata.
Principali applicazioni diagnostiche della FISH
Nella SOD Diagnostica Genetica l’’ibridazione in situ fluorescente è utilizzata per:
1. diagnosi delle sindromi da microdelezione o da microduplicazione
2. caratterizzazione di marker cromosomici
3. caratterizzazione di riarrangiamenti cromosomici, sia bilanciati che sbilanciati
4. studio delle delezioni subtelomeriche
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5.
6.
7.
8.
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determinazione della percentuale di mosaicismi cromosomici
valutazione di anomalie numeriche su amniociti non coltivati (FISH interfasica prenatale)
valutazione della frequenza di anomalie cromosomiche nei gameti
validazione di diagnosi effettuate con altre metodiche
I principali tipi di sonda impiegate
alfoidi: specifiche per le regioni centromeriche
painting: Specifiche per un intero cromosoma
subcromosomiche: specifiche per un intero braccio cromosomico o per regioni più o meno estese
di esso
locus-specifiche: specifiche per regioni cromosomiche di piccole dimensioni
La tecnica è impiegata per la diagnosi di:
Sindrome del Cri du chat
Sindrome di Di George e Velocardiofaciali
Sindrome di Miller Dieker
Sindrome di Smith-Magenis
Sindrome di Williams
Sindrome di Wolf-Hirschhorn
9
9.1
ANALISI GENETICA MOLECOLARE
PRINCIPI
Le indagini di genetica molecolare consistono nello studio del DNA le cui alterazioni possono essere
correlate o responsabili di un particolare fenotipo; attraverso l'analisi molecolare è quindi possibile
individuare mutazioni del patrimonio genetico responsabili di malattie ereditarie. Le indagini molecolari
permettono non soltanto di realizzare diagnosi caratterizzando geneticamente i soggetti affetti da una
particolare patologia, ma anche di individuare i portatori sani; questa ultima informazione è impiegata
nell’ambito della consulenza genetica per il calcolo del rischio di ricorrenza.
9.2
QUANDO SI ESEGUE
L'analisi molecolare può essere effettuata in epoca pre-natale e post-natale, a partire da diversi tipi di
materiale biologico: villo coriale, liquido amniotico, sangue fetale o materiale abortivo nel caso di analisi
prenatale; sangue periferico, biopsie di tessuto o tracce biologiche (capelli, sperma, ossa, dente ecc) nel
caso di test condotti in epoca post-natale, materiale paraffinato, biopsie tumorali.
9.3
METODI
Lo studio molecolare delle malattie genetiche prevede l’estrazione del DNA dal campione biologico e
nella maggior parte dei casi una reazione di amplificazione del DNA estratto con tecnica di Polymerase
Chain Reaction (PCR). La fase analitica successiva e’ rappresentata generalmente dal Sequenziamento
automatico del frammento amplificato in PCR. La ricerca di mutazioni viene quindi eseguita confrontando la
sequenza ottenuta per il campione in esame con la sequenza di riferimento (sequenza detta “wild-type”,
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cioè normale). Nel caso in cui le mutazioni che determinano una precisa patologia siano note ed in numero
limitato, si può procedere alla sola ricerca di tali mutazioni invece di analizzare l’intero gene.
L’analisi mediante sequenziatore automatico è anche utilizzato per l’analisi di frammenti. Una delle
applicazioni di questo tipo di analisi realizzata nel Laboratorio di Diagnostica Genetica è la Quantitative
Fluorescent Polymerase Chain Reaction (QF-PCR) in diagnosi prenatale impiegata per individuare
alterazioni numeriche relative ai soli cromosomi 13, 18, 21 e ai cromosomi sessuali X e Y.
Un particolare gruppo di patologie genetiche e’ rappresentato da disordini causati da "mutazioni
dinamiche", cioè alterazioni del DNA che si espandono di generazione in generazione. Tali mutazioni non
sono identificabili tramite tecniche di screening o Sequenziamento ma in questi casi la metodica d’elezione e’
rappresentata dal Southern Blot. La Sindrome dell’X Fragile fa parte di questo gruppo di patologie da
espansione.
La tecnica Multiple Ligation dependent Probe Amplification (MLPA) è utilizzata per la ricerca di
riarrangiamenti, delezioni o duplicazioni, per l’analisi delle regioni introniche o regolatorie per i difetti di
splicing di un gene. La tipologia di analisi molecolare eseguita può essere diversa rispetto a quello
sopraindicato a seconda dei dati emersi dalla consulenza genetica. In alcuni casi per il completamento
dell’analisi può essere necessario eseguire l’esame anche sui genitori o su altri familiari della persona che
ha richiesto un’analisi molecolare.
Gli ultimi anni hanno visto la nascita di nuove piattaforme di sequenziamento ad alta produttività
(Sequenziamento Massivo in Parallelo o Next Generation Sequencing, NGS) che sono basate
sull’implementazione della tecnologia denominata “cyclic-array sequencing”. Tutte le piattaforme NGS
consentono di analizzare simultaneamente milioni di piccole sequenze di DNA e danno la possibilità di
sequenziare un numero elevato di geni contemporaneamente, ad un costo notevolmente ridotto rispetto ai
metodi di sequenziamento utilizzati fino ad oggi.
9.4
MODALITÀ DI PRELIEVO E TRASPORTO PER CAMPIONI DI BIOLOGIA MOLECOLARE
Giorni e orari di accettazione dei campioni:
Dal lunedì al venerdì dalle 8 alle 14.
Campioni di sangue periferico
1. Quantità di campione necessario per l’esame: >= 5/10 ml di sangue periferico, in due
provette separate;
2. Tipo di contenitore: provetta contenente EDTA (per emocromo con tappo viola)
3. Modalità di identificazione del campione: cognome, nome e data di nascita dell’utente
4. Conservazione del campione: temperatura ambiente; per tempi superiori alle 24 ore a –20°.
5. Tempi di consegna al laboratorio: entro le 24 ore dal prelievo.
Documentazione da allegare al campione:
richiesta regionale o di altre aziende convenzionata con l’Azienda Ospedaliero-Universitaria
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Careggi
fotocopia della Tessera sanitaria
scheda dati utente (anagrafici ed anamnestici)
consenso informato
eventuale consulenza genetica
Modalità di raccolta e trasporto del materiale biologico:
Condizioni e modalità di trasporto del campione: temperatura ambiente; per tempi superiori alle 24 ore
a –20°; i campioni devono essere trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto
indicata.
Tempi di risposta:
I tempi sono diversi a seconda dei test. Consultare le pagine successive. I tempi sono espressi in
giorni lavorativi e sono comprensivi del sabato, domenica e giorni festivi.
10 ELENCO DEI TEST ESEGUITI IN BIOLOGIA MOLECOLARE
10.1.1 Acromatopsia
L'acromatopsia (ACHM) è un difetto retinico raro, caratterizzato da cecità ai colori, nistagmo, fotofobia
e grave riduzione dell'acuità visiva a seguito della mancata o anomala funzione dei coni. La prevalenza è
stimata in 1/30.000-1/50.000 a livello mondiale. Da un recente studio risulta che negli USA circa una persona
ogni 33.000 è affetta da acromatopsia congenita, per un totale di circa 100.000 persone. Non sono noti studi
analoghi in Italia. Comunque, se l'incidenza fosse la stessa, nel nostro Paese ci sarebbero circa 2.000
persone affette. L'acromatopsia congenita è particolarmente diffusa nell'isola di Pohnpei, nell'Oceano
Pacifico, dove interessa l'8% della popolazione, e nell'atollo di Pingelap si attesta al 5% della popolazione.
L'ACHM è caratterizzata da riduzione dell'acuità visiva, nistagmo pendolare, aumento della sensibilità
alla luce (fotofobia), piccolo scotoma centrale e perdita completa o parziale della discriminazione dei colori.
La maggior parte dei casi presenta ACHM completa, con la completa assenza della funzione dei tre tipi di
coni. Raramente è stata descritta una ACHM incompleta, con sintomi simili, ma meno gravi. L'ACHM è stata
associata alle mutazioni di cinque geni (GNAT2 [1p13], PDE6C [10q24], PDE6H [12p13], CNGA3[2q11.2]),
e CNGB3 [8q21.3]), che codificano per componenti chiave della cascata della fototrasduzione dei coni
(proteina G GNAT2, fosfodiesterasi PDE6C/PDE6H, canali dei nucleotidi ciclici attivati CNGA3/CNGB3). Le
mutazioni più comuni sono quelle in CNGB3, seguite da quelle in CNGA3, mentre le altre mutazioni sono
rare. La diagnosi di ACHM si basa sull'esame clinico oftalmologico, sull'esame psicofisico (visione cromatica)
e sull'esame elettrofisiologico (ERG), che dimostrano la perdita delle risposte fotopiche, mentre quelle
scotopiche sono normali. La tomografia a coerenza ottica mostra la progressiva separazione e/o il distacco
della giunzione tra il segmento interno/esterno dei fotorecettori e l'attenuazione dell'epitelio pigmentato della
retina (RPE) all'interno della regione maculare. L'ACHM è trasmessa come carattere autosomico recessivo.
Il test genetico prevede:
Ricerca delle varianti di sequenza a carico dei geni associati alla patologia mediante Next
Generation Sequencing (NGS).
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CARTA DEI SERVIZI
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ed. 2
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L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (raccolto in 2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia: indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma), fluorangiografia retinica,
ecc.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
90-365 giorni dal prelievo
10.1.2 Amaurosi congenita di Leber
L'amaurosi congenita di Leber (LCA) è una distrofia retinica e/o displasia a esordio prenatale: si ritiene
che circa il 10-20% dei bambini ciechi soffra di LCA, dato che la rende una delle cause più frequenti di cecità
nell'infanzia. Si pensa che sia responsabile del 5% delle malattie retiniche ereditarie. I bambini affetti hanno
difficoltà a mantenere lo sguardo fisso e a stare attenti, a causa della bassa o assente sensibilità della retina
agli stimoli visivi. L'elettroretinogramma dimostra una funzione retinica molto ridotta o assente. L'esame del
fondo dell'occhio, nei primi mesi di vita, è spesso normale, ma in seguito si manifesta atrofia corio-retinica
con migrazione intraretinica di pigmento. In alcuni pazienti è presente una lesione rilevata della macula. I
pazienti presentano nistagmo e si strofinano frequentemente gli occhi. La LCA è trasmessa come carattere
autosomico recessivo nella maggior parte dei pazienti; solo in rari casi è stata riportata un'eredità
autosomica dominante.
Ad oggi, dal punto di vista genetico, per l’amaurosi congenita di Leber sono state identificate
mutazioni in più di undici geni con differenti funzioni, tra cui i più frequenti sono GUCY2D, RDH12, RPE65,
codificanti per proteine che svolgono un ruolo fondamentale nel processo di rigenerazione dei pigmenti
visivi.
Il test genetico prevede:
Ricerca delle varianti di sequenza a carico dei geni associati alla patologia mediante Next
Generation Sequencing (NGS).
L’analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation Sequencing
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Su richiesta specifica del medico inviante è possibile eseguire il Sequenziamento in automatico
degli esoni e delle regioni introniche fiancheggianti dei geni:
RPE65 (retinal pigment epithelium-specific protein 65kDa)
RDH12 (retinol dehydrogenase 12 all-trans/9-cis/11-cis)
GUCY2D (guanylate cyclase 2D)
CRB1 (crumbs homolog 1)
AIPL1 (arylhydrocarbon receptor interacting protein-like 1)
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (raccolto in 2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia: indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettrooculogramma), fluorangiografia retinica,
ecc.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
Gene RPE65:
120 giorni
Gene RDH12:
60 giorni
Gene GUCY2D
120 giorni
Gene CRB1:
120 giorni
Gene AIPL1:
60 giorni
Pannello di geni mediante NGS
90-540 giorni
10.1.3 Amiloidosi Familiare
Le amiloidosi sistemiche (che interessano l’intero organismo) rappresentano un gruppo di malattie,
caratterizzate dalla presenza di depositi proteici insolubili nei tessuti. Gli organi maggiormente interessati
sono i reni, il cuore, l'apparato gastrointestinale, il fegato, la cute, i nervi periferici e gli occhi, Le amiloidosi
sono malattie rare: in Italia si stimano circa 800 nuovi casi di amiloidosi ogni anno. Le amiloidosi sistemiche
ereditarie sono malattie a trasmissione autosomica dominante e a esordio in età adulta, causate da
alterazioni di diverse molecole: transtiretina, apolipoproteina A-I, apolipoproteina A-II, lisozima, catena a del
fibrinogeno, cistatina, LECT2 e gelsolina. L’amiloidosi ereditaria da transtiretina è la forma più frequente.
Il test genetico prevede:
in ambito post-natale, nel sospetto di una amiloidosi da transtiretina, il primo livello dell’indagine
genetica prevede il sequenziamento degli esoni codificanti del gene TTR,al fine di individuare varianti
patogenetiche. Nei familiari è ricercata esclusivamente la variante patogenetica riscontrata nel soggetto
affetto della famiglia mediante sequenziamento Sanger
In assenza di varianti patogenetiche nel gene TTR l’indagine può proseguire con il secondo livello del
test mediante Sequenziamento di ulteriori geni responsabili di amiloidosi.
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L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello: effettuato mediante sequenziamento Sanger per la ricerca di varianti patogenetiche
nel gene TTR. Il sequenziamento Sanger può essere eseguito anche per la ricerca della variante
patogenetica familiare o per la conferma di varianti riscontrate mediante NGS (Next Generation
Sequencing).
Test di II livello: mediante Sanger o tecnica di Next Generation Sequencing.(NGS) è possibile
eseguire il sequenziamento dei geni TTR, APOA1, FGA, LYZ, CST3, APOA2, GSN, LECT2. associati ad
Amiloidosi.
L’analisi si effettua su
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue
periferico in 2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA).
L’indagine prenatale viene eseguita su DNA estratto da prelievo di villo coriale o di liquido
amniotico.
Indicazione all’analisi
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi di tale
patologia (biopsia del grasso periombelicale, ecografia cardiaca in associazione al dosaggio
ematico dell’NT-proBNP e della troponina I, scintigrafia con Tc bisfosfonato capace di
individuare precocemente una localizzazione cardiaca ed Elettromiografia dei quattro arti
associata ad una visita neurologica)
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
In caso di familiarità il test non si esegue nei minori asintomatici
Tempi di risposta:
Test di I livello diagnosi postnatale: 30 giorni
diagnosi prenatale: 10 giorni
Test di I livello in urgenza: 20 giorni
Test di II livello diagnosi postnatale mediante NGS (sequenziamento dei geni TTR, APOA1,FGA, LYZ,
CST3, APOA2, GSN, LECT2): 90-365 giorni
Test di II livello diagnosi postnatale mediante Sanger:
Gene TTR: 30 giorni
Gene APOA1: 30 giorni
Gene FGA: 30 giorni
Gene LYZ: 30 giorni
Gene CST3: 30 giorni
Gene APOA2: 30 giorni
Gene GSN: 30 giorni
Gene LECT2: 30 giorni
Test di II livello diagnosi prenatale: 10 giorni
Test di II livello in urgenza: 20 giorni
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10.1.4 Analisi del chimerismo post-trapianto
Il trapianto allogenico di midollo osseo o cellule staminali è una procedura standard per il trattamento
di diverse malattie ematologiche, sia di origine neoplastica che non, come l’anemia aplastica severa, le
leucemia acute e croniche e i linfomi. Il trapianto di midollo osseo dovrebbe eradicare le cellule clonali
maligne e, attraverso l’infusione di cellule di un donatore sano, ricostituire la funzionalità ematologica e
immunitaria nel più breve tempo possibile. Le maggiori cause di fallimento del trapianto sono: il rigetto del
trapianto, la GvHD (Graft versus Hos Disease) e la ricomparsa della malattia; questa può derivare dalla
persistenza di cellule emopoietiche del ricevente insieme a cellule del donatore (chimerismo misto),
situazione considerata, generalmente, fattore prognostico negativo perché si può verificare la riespansione
del clone malato e quindi la recidiva della malattia di base. Il monitoraggio del chimerismo post-trapianto nel
ricevente risulta fondamentale per valutare precocemente l’eventuale rigetto o i primi segni di ricaduta.
Questo test permette di valutare la percentuale di cellule del donatore e del ricevente presenti nel paziente,
così da verificare l’attecchimento del trapianto e l’eventuale presenza di cellule del ricevente che possono
essere responsabili di una recidiva.
Il test genetico prevede:
L’analisi del chimerismo in un paziente che ha ricevuto un trapianto di midollo osseo o di cellule
staminali periferiche da un donatore o un trapianto da cordone ombelicale.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
estrazione del DNA
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) di particolari regioni del DNA chiamate
microsatelliti o STR (Short Tandem Repeat)
separazione elettroforetica dei microsatelliti
calcolo della percentuale del chimerismo
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da prelievi di sangue periferico del paziente prima del trapianto e del donatore
(provette tappo viola da emocromo con anticoagulante EDTA)
DNA estratto da un prelievo di sangue periferico e/o di sangue midollare (il prelievo è eseguito
tramite BOM in siringa eparinata) del paziente dopo il trapianto a intervalli stabiliti dai clinici
Indicazione all’analisi:
Per monitorare l’andamento di un trapianto di midollo osseo, di cellule staminali periferiche o di
cordone ombelicale.
Tempi di risposta:
Standard
7 giorni
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10.1.5 Analisi di contaminazione materna
L’analisi molecolare di contaminazione materna permette di verificare se è presente tessuto materno
all’interno del campione di materiale fetale.
L’analisi molecolare di contaminazione viene eseguita a completamento di indagini molecolari in
epoca prenatale per specifiche patologie e/o a completamento dell’analisi citogenetica prenatale, nel caso di
gravidanze gemellari. Il test viene eseguito mediante amplificazione, con un kit commerciale, di loci
altamente polimorfici a cui segue l’analisi, basata sul confronto dei genotipi individuati ai suddetti loci,
mediante software specifici. L’analisi di Contaminazione si esegue per verificare se è presente tessuto
materno all’interno del campione di materiale fetale.
Il test genetico prevede:
lo studio degli STR (microsatelliti) mediante multiplex PCR
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
PCR e corsa elettroforetica su sequenziatore automatico
L’analisi si effettua su:
Madre:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (1 provetta da 3 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
feto:
2/3 frammenti di villo coriale
3 ml di liquido amniotico
500 μl di sangue fetale
Indicazione all’analisi:
l’analisi di contaminazione materna risulta necessaria nel caso in cui si esegue una indagine
molecolare in epoca prenatale.
Tempo di risposta:
liquido amniotico
villo coriale
sangue fetale
7 giorni
7 giorni
7 giorni
10.1.6 Analisi di Ipermutazione del gene IGHV
L’Ipermutazione è un fenomeno normale che contribuisce alla maturazione e specializzazione dei
linfociti B che devono riconoscere determinati antigeni. Avviene nel centro germinativo del follicolo
linfonodale in risposta alla presentazione di un antigene timo-dipendente e consiste in mutazioni puntiformi
che avvengono nel gene IGHV che codifica per la regione variabile della catena pesante delle
immunoglobuline. In particolare queste mutazioni si verificano a livello dei segmenti CDR1, CDR2 e CDR3
(Complementary Determining Region) che codificano per le regioni maggiormente variabili e che sono
interposti dai segmenti FR (Framework-Regions), rispettivamente FR1, FR2, FR3, segmenti più conservati. Il
risultato di ciò è che si formano linfociti B molto più specifici, e più maturi, per l’antigene di quanto non lo
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siano quelli dello stesso clone linfocitario alle prime fasi della risposta immunitaria. Questa analisi è
importante per il miglioramento della diagnosi delle Leucemie Linfatiche Croniche (LLC) e soprattutto per
un’identificazione più corretta della prognosi. Non tutti i pazienti affetti da LLC hanno il gene IGHV mutato. I
pazienti con IGHV non mutato presentano una malattia più aggressiva e a prognosi peggiore rispetto a quelli
che hanno IGHV mutato.
Il test genetico prevede:
L’analisi di Ipermutazione del gene IGHV da un campione di sangue periferico o sangue midollare di
un paziente affetto da leucemia linfatica cronica.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
estrazione del DNA
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) del gene IGHV
sequenziamento
calcolo della percentuale di mutazione e comparazione mediante database
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da un prelievo di sangue periferico (provette tappo viola da emocromo con
anticoagulante EDTA)
DNA estratto da un prelievo di sangue midollare (provette tappo viola da emocromo con
anticoagulante EDTA)
Indicazione all’analisi:
Per inquadramento prognostico di un paziente affetto da LLC
Tempi di risposta:
Standard
20 giorni
10.1.7 Analisi molecolare mielodisplastica dei gene TP53 e ASXL1
Nelle sindromi mielodisplastiche (SMD) le alterazione citogenetiche e molecolari hanno un significato
prognostico noto. Circa nel 50% dei pazienti con SMD che non mostrano aberrazioni del cariotipo, l’analisi di
anomalie molecolari definite aiuta alla conoscenza della prognosi di questi pazienti.
La frequenza delle mutazione del gene TP53 è del 5%-15 % nelle SMD de novo è questa incidenza
aumenta nelle forme secondary. Le mutazioni di ASXL1 sono più frequente con una incidenza del 21%. La
presenza di mutazioni di TP53 e/o ASXL1 ha un prognosi negativa nei pazienti con SMD.
Il test genetico prevede:
la ricerca di mutazioni negli:
esoni 5-9 del gene TP53
esone 12 del gene ASXL1
L’analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
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Il test genetico viene eseguito mediante tecnica PCR e Sequenziamento in automatico.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (provette tappo viola da emocromo con anticoagulante
EDTA)
DNA estratto da prelievo di sangue midollare (il prelievo è seguito tramite BOM (biopsia
osteomidollare) in siringa eparinata).
Indicazione all’analisi:
L’analisi è eseguita alla diagnosi di una SMD.
Tempo di risposta:
Standard 90 giorni
10.1.8 Analisi molecolare di riarrangiamenti clonali del gene IgH e dei geni TCR β e γ
Molti linfomi maligni possono essere diagnosticati tramite dati istomorfologici e immunoistochimici,
talvolta però è difficile distinguere tra un processo reattivo e un linfoma maligno. In queste situazioni la
rivelazione della clonalità utilizzando le analisi molecolari in PCR del riarrangiamento delle immunoglobuline
(Ig) e dei geni del TCR è uno strumento estremamente utile per diagnosticare i processi linfoproliferativi B e
T. I riarrangiamenti dei geni delle immunoglobuline e del TCR danno origine a regioni iper variabili e ciascun
linfocita maturo presenta uno specifico riarrangiamento in queste regioni con un’unica sequenza e
lunghezza. Per questa ragione, se è amplificato il DNA da una popolazione linfoide normale o reattiva, si
osserverà la presenza di frammenti multipli all’interno di un determinato intervallo di dimensioni che seguono
una distribuzione gaussiana. Quando il DNA è amplificato da una popolazione linfoide clonale, i frammenti
risultanti sono tutti identici in misura e sequenza, mostrando un singolo picco superiore.
Il test genetico prevede:
analisi di riarrangiamenti clonali del gene IgH e dei TCR β e γ per poter fare diagnosi di linfomi o
leucemie a cellule B o T.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
separazione delle cellule mononucleate, nel caso in cui il campione sia sangue periferico o sangue
midollare, mediante stratificazione con linfoprep o processo di eliminazione della paraffina nel
caso in cui il campione sia tessuto
estrazione del DNA
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) del gene IgH o dei geni TCR β e γ in
base al tipo di richiesta del medico
separazione elettroforetica dei frammenti
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da prelievo di sangue periferico (provette tappo viola da emocromo con
anticoagulante EDTA)
DNA estratto da prelievo di sangue midollare (il prelievo è eseguito tramite BOM in siringa
eparinata)
DNA estratto da tessuto paraffinato
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Indicazione all’analisi:
Per fare diagnosi differenziale tra un normale processo reattivo dei linfociti B o T e un processo
linfoproliferativo maligno (linfomi/leucemia B o T).
Tempi di risposta:
Standard
Urgenza
20 giorni
10 giorni
10.1.9 Analisi di Zigosità
L’analisi di Zigosità si effettua in caso di gravidanza gemellare per verificare se i gemelli hanno
genotipo identico o diverso.
L’analisi molecolare di zigosità viene eseguita a completamento di indagini molecolari in epoca
prenatale per specifiche patologie e/o a completamento dell’analisi citogenetica prenatale, nel caso di
gravidanze gemellari. Il test viene eseguito mediante amplificazione, con un kit commerciale, di loci
altamente polimorfici a cui segue l’analisi, basata sul confronto dei genotipi individuati ai suddetti loci,
mediante software specifici. L’analisi di zigosità si effettua in caso di gravidanza gemellare per
verificare se i gemelli hanno genotipo identico o diverso.
Il test genetico prevede:
lo studio degli STR (microsatelliti) mediante multiplex PCR.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
• PCR e corsa elettroforetica su sequenziatore automatico
NB nei casi in cui si esegue QF-PCR la valutazione della zigosità è eseguita con tale metodica.
L’analisi si effettua su:
villo coriale
liquido amniotico
linfociti da sangue fetale
E’ necessario raccogliere sempre anche una provetta da 3 ml di sangue intero della madre in
provetta Vacutainer con EDTA per eventuale controllo di contaminazione.
Indicazione all’analisi:
L’analisi di zigosità si effettua in caso di gravidanza gemellare per verificare se i gemelli hanno
genotipo eguale o diverso.
Tempi di risposta:
liquido amniotico
villo coriale
4 giorni
4 giorni
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sangue fetale
10.1.10
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4 giorni
Cardiomiopatia ipertrofica
La Cardiomiopatia Ipertrofica è la più frequente malattia genetica del muscolo cardiaco, con una
prevalenza di 1:500 nella popolazione generale, pari a oltre 100.000 pazienti stimati in Italia. La patologia è
caratterizzata da espressione morfologica e decorso clinico eterogenei e si identifica per ipertrofia
ventricolare sinistra, generalmente asimmetrica, in assenza di malattie cardiache o sistemiche in grado di
produrre tale ipertrofia. E’ una malattia autosomica dominante del sarcomero, causata da mutazioni in oltre
13 geni codificanti proteine dell’apparato contrattile del cardiomiocita. E’ possibile eseguire un test
molecolare per individuare il tipo di mutazione genetica associata alla malattia, cioè per sapere se la malattia
è riconducibile ad un fattore ereditario L’esame consiste nell’analisi di un pannello di geni individuati come
principale causa della Cardiomiopatia Ipertrofica mediante tecnologia Next Generation Sequencing.
Il test genetico prevede:
la ricerca di mutazioni nei principali geni codificanti per le proteine del sarcomero coinvolte nella
Cardiomiopatia Ipertrofica (CMI) e nei 4 geni fenocopia (LAMP2-PRKAG2-TTR-GLA):
Gene TNNT2 (Troponina T)
Gene MYBPC3 (proteina C legante la miosina)
Gene MYH7 (catena pesante beta- miosina)
Gene MYL2 (catena regolatrice leggera 2 della miosina)
Gene MYL3 (catena essenziale leggera 1 della miosina)
Gene TPM1 (alfa-tropomiosina)
Gene ACTC (alfa-actina)
Gene TNNI3 (Troponina I)
Gene LAMP2 (proteina di membrana tipo 2 associata al lisosoma)
Gene PRKAG2 (sub unità catalitica 2 della proteina chinasi AMP-attivata)
Gene TTR (transtiretina)
Gene GLA (alfa galattosidasi)
in alcuni casi e dopo indicazione dello specialista di riferimento può essere indicato ampliare lo studio
a geni più raramente associati alla patologia in oggetto.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Il test genetico viene eseguito mediante
Estrazione di DNA genomico
Sequenziamento massivo (Next Generation Sequencing).
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mediante Next Generation Sequencing.
.
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Indicazioni all’analisi:
L’analisi viene eseguita in soggetti con sospetto o chiara diagnosi di Cardiomiopatia Ipertrofica.
Una volta identificata la mutazione causativa della malattia nel paziente il test può essere esteso a
cascata sui familiari.
Tempi di risposta:
90-540 giorni
10.1.11
Cardiomiopatia Dilatativa familiare
La Cardiomiopatia Dilatativa Familiare (CMD) è una malattia del muscolo cardiaco,
caratterizzata dalla dilatazione ventricolare sinistra e da funzione sistolica ridotta. I pazienti
presentano insufficienza cardiaca ed aritmie. La prevalenza delle CMD è di 1/2500. In molti caso, la
malattia è ereditaria e viene definita CMD familiare. La CMD familiare corrisponde al 20-40% dei casi
di CMD ed è causata da alterazioni nei geni che codificano proteine del citoscheletro e delle cellule
Nella maggioranza dei casi la CMD si trasmette con modalità autosomica dominante, piu’ raramente
con modalità autosomica recessiva ed X-linked. La penetranza è variabile (ossia alcuni soggetti
possono essere portatori dell’alterazione genetica e non mostrare segni clinici della malattia).
Il test genetico prevede:
la ricerca di mutazioni nei geni codificanti principalmente associati a Cardiomiopatia Dilatativa
Familiare (CMD) ABCC9, ACTC1, ACTN2 ,ANKRD1 CSRP3,CTF1 DES, DMD, DSG2, DSP, , LDB3, LMNA,
MYBPC3, MYH7, MYOZ2, NEXN, , PLN ,RBM20, SCN5A, SGCD, TAZ TCAP,TNNC1, TNNI3, TNNT2
,TPM1 ,TTN , VCL.
In alcuni casi e dopo indicazione dello specialista di riferimento puo’ essere indicato ampliare lo studio
a geni più raramente associati alla patologia in oggetto.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Il test genetico viene eseguito mediante:
Estrazione di DNA genomico
Sequenziamento massivo (Next Generation Sequencing).
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
Indicazioni all’analisi:
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L’analisi viene eseguita in soggetti con sospetto o chiara diagnosi di Cardiomiopatia Dilatativa
Familiare Una volta identificata la mutazione causativa della malattia nel paziente il test può essere
esteso a cascata sui familiari.
Tempi di risposta: 90-540 giorni
10.1.12
Displasia/Cardiomiopatia Aritmogena del ventricolo destro (ARVC),
La displasia/cardiomiopatia aritmogena del ventricolo destro (ARVC) è una malattia cardiaca
caratterizzata da disturbi del ritmo cardiaco, che si manifesta in genere a partire dell’età giovanile. La
malattia coinvolge prevalentemente il ventricolo destro e ha una caratteristica evoluzione in cui le
cellule contrattili del cuore (i cardiomiociti) vengono progressivamente sostituite da tessuto fibrotico
(cicatriziale) e adiposo. Oltre al ventricolo destro la degenerazione può estendersi anche al ventricolo
sinistro.
La ARVC è una malattia genetica presente in ugual misura negli uomini e nelle donne. In circa il
50% dei casi la malattia è causata da alterazioni del DNA. Ad oggi, sono stati identificate varianti
patogenetiche in geni che codificano per le proteine che compongono i desmosomi, strutture
deputate alle giunzioni fra le cellule. Le forme genetiche si trasmettono con modalità autosomica
dominante, ovvero un genitore eterozigote, cioè che abbia una sola copia dell'allele recante la
mutazione, ha il 50% di probabilità di trasmetterlo ai figli, che di conseguenza potranno manifestare la
malattia. Sono state anche osservate forme recessive molto rare (ad esempio la sindrome di Naxos o
la sindrome di Carvajal) per le quali genitori eterozigoti, portatori sani della mutazione, hanno il 25%
di probabilità di vedere comparire la malattia nel figlio.
Alcuni soggetti possono essere portatori del gene mutante per la ARVC senza manifestare i
segni clinici della malattia.
Il test genetico prevede:
la ricerca di mutazioni nei geni codificanti principalmente associati a displasia/cardiomiopatia
aritmogena del ventricolo destro (ARVC) :PKP2, DSC2,DSG2, DSP,JUP, TMEM43 .In alcuni casi e dopo
indicazione dello specialista di riferimento puo’ essere indicato ampliare lo studio a geni piu’ raramente
associati alla patologia in oggetto.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Il test genetico viene eseguito mediante:
Estrazione di DNA genomico
Sequenziamento massivo (Next Generation Sequencing).
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con
EDTA)
Indicazioni all’analisi:
Azienda Ospedaliero-Universitaria Careggi - sede legale: largo Brambilla, 3 - 50134 FIRENZE
SOD Diagnostica Genetica, padiglione 15 Piastra dei servizi, tel. 0557949363
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
CARTA DEI SERVIZI
D/1416/72-2
ed. 2
rev. 2
L’analisi viene eseguita in soggetti con sospetto o chiara diagnosi di displasia/cardiomiopatia
aritmogena del ventricolo destro (ARVC)
Una volta identificata la mutazione causativa della malattia nel paziente il test può essere esteso a
cascata sui familiari.
Tempi di risposta: 90-540 giorni dal prelievo
9.1.11 Canalopatie cardiache
Le Canalopatie sono malattie elettriche del cuore che non determinano anomalie strutturali e sono la
causa di aritmie cardiache. Le piu’ importanti sono la sindrome di Brugada, la sindrome del QT lungo la
sindrome del QT corto e le tachiaritmie ventricolari polimorfiche catecolaminergiche. Sono causate da
mutazioni nei geni che codificano per le subunità dei canali ionici come i geni dei canali cardiaci del potassio
(es. KCNQ1, HERG, KCNE1, KCNE2), del sodio (es.SCN5A) e del calcio (es. CACNA1C). Sono patologie
rare ad esempio la sindrome del QT-lungo ha una prevalenza stimata di 1/5.000-10.000 persone al mondo.
Nella maggior parte dei casi la modalità di trasmissione è autosomica-dominante
Il test genetico prevede:
la ricerca di mutazioni nei geni codificanti principalmente associati a Canalopatie Cardiache
AKAP9,ANK2,CACNA1C,CACNB2,CASQ2,CAV3,GPD1L,KCNE1,KCNE2,KCNE3,KCNH2,KCNJ2,KCNJ5,K
CNQ1,RYR2,SCN1B,SCN4B,SCN5A,SCN3B,SNTA1,
In alcuni casi e dopo indicazione dello specialista di riferimento puo’ essere indicato ampliare lo studio
a geni più raramente associati alle patologie in oggetto.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Estrazione di DNA genomico
Sequenziamento massivo (Next Generation Sequencing).
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
Indicazioni all’analisi:
L’analisi viene eseguita in soggetti con sospetto o chiara diagnosi di Canalopatie cardiache
Una volta identificata la mutazione causativa della malattia nel paziente il test può essere esteso a
cascata sui familiari.
Tempi di risposta: 90-540 giorni
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CARTA DEI SERVIZI
10.1.13
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ed. 2
rev. 2
Cariotipo molecolare (CGH ARRAY)
. La CGH-Array (aCGH) è una tecnologia in grado di evidenziare anomalie cromosomiche di tipo
numerico (aneuploidie) e variazioni nel numero di copie di piccole porzioni di DNA (delezioni e/o duplicazioni
genomiche). La aCGH è una tecnica in grado di analizzare l’intero genoma in un unico esperimento con
una risoluzione circa mille volte superiore a quella del cariotipo standard, per tale motivo è in grado di
identificare anche piccole delezioni e duplicazioniche che sfuggirebbero all’analisi citogenetica
convenzionale (riarrangiamenti criptici). Per tale motivo la aCGH rappresenta l’approccio di elezione nella
diagnosi di laboratorio di patologie tra cui sindromi malformative, ritardo mentale, difetti congeniti e autismo.
I limiti della aCGH sono rappresentati dall’impossibilità di evidenziare riarrangiamenti cromosomici bilanciati
(senza perdita o duplicazione/amplificazione di materiale genetico), mutazioni puntiformi,
disomiauniparentale, bassi mosaicismi (presenza di due linee cellulari con differente assetto cromosomico,
delle quali una scarsamente rappresentata).Dall’analisi dei dati ottenuti da un esame aCGH possono essere
identificate varianti di numero di copia di regioni cromosomiche a significato benigno che contribuiscono alla
variabilità genetica individuale. Per tale motivo la corretta interpretazione del risultato derivante dall’indagine
in aCGHspesso richiede anche l’esame dei genitori.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
La tecnica si basa sull’ utilizzo di un supporto array vetrino per l’ibridazione di due DNA genomici (test
e controllo) marcati con due fluorocromi diversi. Il confronto tra il DNA test e controllo permette di definire la
presenza di eventuali delezioni e/o duplicazioni: si parla di duplicazioni/amplificazioni genomiche quando il
numero di copie di DNA è maggiore nel campione rispetto al controllo, si parla di delezioni quando il numero
di copie di DNA è minore nel campione rispetto al controllo. Il potere di risoluzione della tecnica può variare
a seconda della piattaforma utilizzata. Attualmente per scopi diagnostici vengono impiegati array con
risoluzione media tra 100 e 150 kb.
Il test genetico prevede:
Ricerca di delezioni e amplificazioni criptiche.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Estrazione del DNA
Marcatura con fluorocromi e successiva purificazione
Ibridazione sulla piattaforma Array
Lavaggi post-ibridazione
Scansione dell’Array
Analisi e interpretazione dei dati.
L’analisi si effettua su:
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue
periferico in 2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA).
L’indagine prenatale viene eseguita su DNA estratto da prelievo di villo coriale o di liquido
amniotico.
Campioni necessari all’analisi:
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CARTA DEI SERVIZI
Indagine postnatale:
Prelievo di sangue periferico del paziente e dei genitori.
Prelievo di sangue periferico in siringa eparinata del paziente.
Indagine prenatale:
Prelievo di villo coriale o liquido amniotico.
Prelievo di sangue periferico dei genitori.
Indicazione all’analisi:
Ritardo mentale isolato e sindromico
Fenotipo clinico suggestivo di anomalia cromosomica in presenza di cariotipo normale.
Gravidanze selezionate con anomalie fetali eco evidenziate, riarrangiamenti cromosomici anche se
apparentemente bilanciati, marker soprannumerari.
Tempi di risposta:
Indagine postnatale:
30-60 giorni
Indagine prenatale:
15 giorni
10.1.14
Cecità notturna congenita stazionaria
La cecità congenita notturna stazionaria è una rara disfunzione retinica, ereditaria e non evolutiva, che
coinvolge soprattutto i bastoncelli ed è presente alla nascita. La malattia è molto eterogenea dal punto di
vista genetico: esistono tre modelli di trasmissione ereditaria: autosomica dominante, recessiva e recessiva
legata all'X. L'unico sintomo è l'emeralopia, l'acuità visiva è moderatamente ridotta. Il fondo dell'occhio e il
campo visivo non presentano alterazioni particolari. Nelle forme più blande non si verifica alcuna riduzione
della vista in condizione di normale luminosità, ma soltanto una difficoltà di visione negli ambienti con scarsa
illuminazione. In genere queste malattie si manifestano lungo l’arco della vita senza peggioramenti. La reale
prevalenza ad oggi resta sconosciuta.
Il test genetico prevede:
Ricerca delle varianti di sequenza a carico dei geni associati alla patologia mediante Next
Generation Sequencing (NGS).
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate mediante
Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
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CARTA DEI SERVIZI
Su soggetti con diagnosi clinica accertata
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta: 90-365 giorni
10.1.15
Charcot Marie Tooth
La malattia di Charcot-Marie-Tooth, nota anche come Neuropatia– sensitivo-motoria, è una
malattia neurologica ereditaria a carico del sistema nervoso periferico; la prevalenza è pari a circa
1:3300. Sulla base del gene coinvolto e della sintomatologia riscontrata si distinguono: CMT di tipo 1,
la forma più comune, CMT di tipo 2, CMT tipo 4 e CMT X-linked. La SOD diagnostica genetica effettua
la diagnosi molecolare della forma tipo 1 (autosomica dominante, della forma tipo 2 (autosomica
dominante), della forma tipo 4 (autosomica recessiva) e della forma X-linked (ereditarietà X-linked
dominante.
Il test genetico prevede:
In ambito post-natale, nel sospetto di una forma CMT tipo 1, il primo livello dell’indagine genetica
prevede la ricerca della duplicazione nella regione cromosomica 17p11.2-12 mediante MLPA (Multiplex
Ligation Probe Amplification) che consente di escludere la presenza di delezioni/duplicazioni anche nei geni
MPZ e GJB1.
In assenza di duplicazioni/delezioni, si prosegue con il secondo livello del test mediante
sequenziamento dei geni responsabili della forma CMT tipo 1 al fine di individuare varianti patogenetiche.
Per le altre forme di CMT l’indagine verrà effettuata mediante il sequenziamento di specifici geni
che rispondono al quesito clinico e al tipo di ereditarietà della patologia in esame, valutata in sede di
consulenza genetica pre-test. Nei familiari viene ricercata esclusivamente la variante patogenetica o la
delezione/duplicazione riscontrata nel soggetto affetto della famiglia; nel primo caso si esegue il
sequenziamento Sanger mentre nel secondo caso si effettua l’MLPA.
In ambito prenatale può essere effettuata sia l’MLPA che il sequenziamento per la ricerca della
variante patogenetica familiare.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello: analisi mediante MLPA per la ricerca di delezioni e duplicazioni.
Test di II livello effettuato mediante sequenziamento. Il sequenziamento Sanger può essere
eseguito in caso di indagine richiesta su uno specifico gene, per la ricerca della variante
patogenetica familiare o per la conferma di varianti riscontrate. Mediante tecnica di Next
Generation Sequencing.(NGS) è possibile eseguire il sequenziamento dei geni LITAF, NEFL,
GDAP1, PMP22, GJB1, MPZ, MFN2, GARS. associati a Charcot Marie Tooth
L’analisi si effettua su
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue
periferico in 2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA).
L’indagine prenatale viene eseguita su DNA estratto da prelievo di villo coriale o di liquido
amniotico.
Indicazione all’analisi
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CARTA DEI SERVIZI
Nei soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi di tale
patologia (elettromiografia)
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
In caso di familiarità il test non si esegue nei minori asintomatici
Tempi di risposta:
Test di I livello diagnosi postnatale: 30 giorni
diagnosi prenatale: 10 giorni
Test di II livello diagnosi postnatale mediante NGS
(sequenziamento dei geni LITAF, NEFL, GDAP1, PMP22, GJB1, MPZ, MFN2, GARS):
90-365 giorni
Test di II livello diagnosi postnatale mediante Sanger:
Gene PMP22: 30 giorni
Gene PMP0: 30 giorni
Gene GJB1: 30 giorni
Gene LITAF: 30 giorni
Gene NEFL: 30 giorni
Gene GDAP1: 30 giorni
Gene MFN2: 30 giorni
Gene GARS: 30 giorni
Test di II livello diagnosi prenatale: 10 giorni
10.1.16
COROIDEREMIA
La Coroideremia (CHM) è una distrofia corioretinica legata all'X con degenerazione progressiva della
coroide, dell'epitelio pigmentato della retina (RPE) e della retina. La prevalenza è di 1/50.000-1/100.000.
I maschi sviluppano nictalopia nella I-II decade, seguita da restringimento progressivo del campo visivo
periferico, associato a progressione da scotomi anulari a perdita concentrica del campo visivo. Il deficit
dell'acuità visiva si manifesta nell'età adulta intermedia. Le alterazioni del fondo dell'occhio consistono
inizialmente in punteggiatura pigmentata e aree focali di atrofia della coroide nella regione equatoriale. La
CHM è trasmessa come carattere legato all'X. La diagnosi clinica si basa sull'aspetto caratteristico del fondo
dell'occhio, l'adattamento anomalo al buio, la perdita del campo visivo periferico, l'evidenza di degenerazione
dei coni e dei bastoncelli all'elettroretinogramma e una storia familiare consistente con trasmissione legata
all'X. Le femmine portatrici hanno una probabilità del 50% di trasmettere la copia del gene alterato ai figli sia
maschi che femmine. Le femmine portatrici di solito non presentano danno visivo grave, anche se possono
sviluppare significative anomalie del fondo (alterazioni pigmentate nella regione perimetrale, simili alle
macchie solide tipiche degli stadi iniziali della malattia nei maschi). La CHM è dovuta a mutazioni del
gene CHM sul cromosoma X (Xq21.2). CHM codifica per la proteina REP-1 (Rab escort protein) legata alla
Ras-GTPasi. REP-1 è essenziale per l'attivazione post-traslazionale e localizzazione subcellulare delle
proteine leganti GTP Rab, che controllano il traffico vescicolare nelle vie secretorie ed endocitiche.
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CARTA DEI SERVIZI
Le mutazioni di CHM possono dare origine a un'associazione anomala tra le proteine Rab e le
membrane donatrici,provocando la morte cellulare.
Il test genetico prevede:
Il test genetico di I livello prevede la ricerca di delezioni/duplicazioni esoniche del gene CHM
Il test di II livello permette di individuare le mutazioni puntiformi del gene CHM
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello: analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation Probe Amplification ) degli esoni del
gene CHM, per la ricerca di delezioni e duplicazioni.
Test di II livello: sequenziamento mediante NGS (Next Generation DNA Sequencing) dell’intero
gene CHM.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Su soggetti con diagnosi clinica accertata
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
Test di I livello: 30 giorni
Test di II livello: 60 giorni
10.1.17
Hereditary Neuropathy with liability to Pressure Palsies (HNPP)
La neuropatia ereditaria con predisposizione a paralisi ricorrenti sensibili alla pressione (HNPP) è una
malattia autosomica dominante che causa una neuropatia demielinizzante episodica e ricorrente. L’HNPP è
dovuta, in circa l’80% dei casi, alla delezione di 1.5-Mb nella regione cromosomica 17p11.2-12. Il primo
livello dell’indagine genetica prevede pertanto la ricerca della delezione mediante MLPA (Multiplex Ligation
Probe Amplification).. In assenza di delezione, si effettua il sequenziamento del gene PMP22. Varianti
patogenetiche in questo gene sono infatti riscontrate nel restante 20% dei casi.
Il test genetico prevede:
Nel sospetto di una forma HNPP in ambito post-natale, il primo livello dell’indagine genetica
prevede la ricerca della delezionenella regione cromosomica 17p11.2-12 mediante MLPA (Multiplex
Ligation Probe Amplification).. In assenza di delezione, si effettua il sequenziamento del gene
PMP22. Nei familiari viene ricercata esclusivamente la variante patogenetica o la delezione riscontrata
nel soggetto affetto della famiglia; nel primo caso si esegue il sequenziamento Sanger mentre nel
secondo caso si effettua l’MLPA.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
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Test di I livello: analisi mediante MLPA per la ricerca della delezione nella regione cromosomica
17p11.2-12.
Test di II livello effettuato mediante sequenziamento Sanger del gene PMP22 per la ricerca di varianti
patogenetiche associate a HNPP.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
Indicazione all’analisi
Nei soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi di tale
patologia (elettromiografia)
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
In caso di familiarità il test non si esegue nei minori asintomatici
Tempi di risposta:
Test di I livello: ricerca delezione con MLPA: 30 giorni
Test di II livello: sequenziamento Sanger del gene PMP22: 30 giorni
10.1.18
Degenerazione maculare senile
La Degenerazione maculare senile o DMS, è una patologia multifattoriale, nella quale cioè oltre ad
una componente genetica giocano un ruolo importante fattori quali il fumo, la dieta, l’età, i livelli plasmatici di
colesterolo, l’ipertensione, esposizione alla luce solare. La DMS colpisce soprattutto le persone con più di
cinquant’anni ed il rischio di sviluppare la malattia aumenta notevolmente con il progredire dell’età: si stima
che almeno una persona su quattro con più di 70 anni sia colpita da DMS. La DMS ha una prevalenza che
varia dal 8.5% al 11% nella fascia di età compresa tra i 65 e i 74 anni, e del 27% al di sopra dei 75 anni. È
ormai riconosciuto che la degenerazione maculare senile presenta una componente genetica: circa il 20%
dei pazienti presenta una storia familiare positiva per alterazioni a carico del gene ABCR o ABCA4 (ATPbinding cassette, sub-family A member 4) associato anche la malattia di Stargardt. Sembra infatti che,
mentre due alterazioni in questo gene causano la malattia di Stargardt, una sola alterazione predisponga
allo sviluppo in età avanzata della DMS.
Il test genetico prevede:
Ricerca delle varianti di sequenza a carico del gene ABCA4 associato alla patologia mediante
Next Generation Sequencing (NGS) e solo su richiesta specifica del medico specialista lo studio dei
geni VEGF e PEDF mediante Sequenziamento in automatico
Nei casi più indicativi e dove vi è richiesta del medico inviante è possibile effettuare anche:
analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation-Dipendent Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni o duplicazioni, non rilevabili in sequenza (II livello del test) a carico del gene ABCA4
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L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate mediante
Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Su soggetti con diagnosi clinica accertata
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
Gene ABCA4
Gene ABCA4 MLPA
10.1.19
90-180 giorni
30 giorni
Disomie Uniparentali (UDP)
L’analisi di UPD si rende necessaria quando sia stata evidenziata una trisomia a mosaico per il
cromosoma 15, perché è stata dimostrata correlazione tra UPD materna e paterna e l’espressione di fenotipi
patologici come la Sindrome di Prader-Willi, la Sindrome di Angelman, la Sindrome di Silver Russell o in
presenza di traslocazioni reciproche e robertsoniane che coinvolgono i cromosomi 7, 14 e 15 per l’esistenza
di regioni di questi cromosomi sottoposte al fenomeno dell’imprinting correlata alla manifestazione di fenotipi
patologici. Sempre per gli stessi motivi è consigliata l’analisi di UPD anche in presenza di marcatori
soprannumerari che coinvolgono i cromosomi 14 e 15.
Il test genetico prevede:
l’analisi da 5 a 10 polimorfismi del DNA relativi al cromosoma (7, 14, 15) coinvolto nel
riarrangiamento individuato nel paziente ed il loro confronto con gli stessi polimorfismi analizzati sui
campioni dei genitori del paziente stesso.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
PCR per STR differenti a seconda del cromosoma in esame
Corsa elettroforetica su Sequenziatore automatico
L’analisi si effettua su:
Genitori:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
figlio:
villo coriale
liquido amniotico
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linfociti da sangue fetale
linfociti da sangue periferico
Indicazione all’analisi:
l’indicazione a tale studio è data dalla presenza di mosaicismi, traslocazioni reciproche e
robertsoniane, marcatori soprannumerari che coinvolgono i cromosomi nei quali è stata dimostrata la
presenza di regioni soggette ad imprinting.
Tempi di risposta:
diagnosi postnatale:
diagnosi prenatale:
10.1.20
30 giorni
7 giorni
Distrofia dei coni
Le distrofie dei coni o distrofie dei coni e bastoncelli (CRD) sono distrofie retiniche ereditarie, che
appartengono al gruppo delle retiniti pigmentose. La prevalenza è stimata a 1/40.000. Le CRD sono
caratterizzate da depositi di pigmento sulla retina, visibili all'esame del fondo dell'occhio, localizzati
soprattutto nella regione maculare. A differenza della classica retinite pigmentosa (RP), nota anche
come distrofia dei bastoncelli e dei coni (RCD), dovuta alla perdita primitiva dei bastoncelli e
secondariamente dei coni, le CRD sono caratterizzate da una sequenza opposta. Questo spiega il fatto
che i sintomi della CRD consistano essenzialmente in una riduzione dell'acuità visiva, difetti della
visione dei colori, fotofobia e diminuzione della sensibilità visiva centrale, seguita successivamente
dalla perdita progressiva della visione periferica e dalla cecità notturna. Il decorso clinico della CRD è di
solito più grave e rapido rispetto a quello della RCD, in quanto può comportare cecità precoce e
invalidità. Le CRD sono spesso non-sindromiche, ma possono comparire all'interno di alcune sindromi,
come la sindrome di Bardet-Biedl e l'Atassia Spinocerebellare tipo 7 (SCA7). Le CRD non-sindromiche
sono geneticamente eterogenee (finora sono stati identificati dieci geni clonati e tre loci). I quattro
principali geni-malattia coinvolti nella patogenesi delle CRD sono ABCA4 (che causa il 30-60% delle
CRD autosomiche recessive), CRX e GUCY2D (responsabili di numerose forme di CDR autosomiche
dominanti) e RPGR (associato alle CRD legate all'X). È probabile che alcune mutazioni nei geni che
causano le RP e le distrofie maculari siano responsabili anche delle CRD. La diagnosi della CRD si
basa sulla storia clinica, l'esame del fondo dell'occhio e l'elettroretinogramma.
Il test genetico prevede:
ricerca delle varianti di sequenza a carico dei geni associati alla patologia mediante Next
Generation DNA Sequencing (NGS).
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
- tecnica di Next Generation DNA Sequencing
- sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation DNA Sequencing
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rev. 2
Nei casi più indicativi e dove vi è richiesta del medico inviante è possibile effettuare anche:
analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation-Dipendent Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni o duplicazioni, non rilevabili in sequenza (II livello del test) a carico del gene ABCA4.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico
2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta Vacutainer con EDTA
Indicazione all’analisi:
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia: indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma), fluorangiografia retinica,
ecc.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità.
Su richiesta specifica del medico inviante è possibile eseguire il sequenziamento in automatico
degli esoni e delle regioni introniche fiancheggianti dei geni:
ABCA4 (ATP-binding cassette, sub-family A member 4) (I Livello)
GUCY2D (guanylate cyclase 2D)
Tempi di risposta:
Gene ABCA4
Gene GUCY2D
Gene ABCA4 MLPA (II livello:
Pannello di geni mediante NGS
10.1.21
180 giorni
120 giorni
30 giorni
90-540 giorni
DISTROFIA CRISTALLINA DI BIETTI
La distrofia cristallina di Bietti (BCD) è una malattia degenerativa rara progressiva tapetoretinica, ad
eredità autosomica recessiva, che esordisce durante la terza decade di vita, ed è caratterizzata da piccoli
depositi cristallini brillanti nella parte posteriore della retina e nel limbo corneale, in aggiunta alla sclerosi dei
vasi della coroide; si manifesta con cecità notturna, diminuzione della vista, scotoma paracentrale e, negli
stadi terminali, cecità legale. La reale prevalenza ad oggi resta sconosciuta. Ad oggi l’unico gene associato
alla malattia è il gene CYP4V2 (4q35.2), responsabile di circa il 93% dei casi di BCD.
Il test genetico prevede:
Ricerca delle varianti di sequenza a carico del gene CYP4V2 associato alla patologia mediante Next
Generation Sequencing (NGS)
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate mediante
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CARTA DEI SERVIZI
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ed. 2
rev. 2
Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Su soggetti con diagnosi clinica accertata
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta: 30 giorni
10.1.22
Distrofia Muscolare di Duchenne - Becker
La Distrofia muscolare di Duchenne (DMD) è una malattia genetica degenerativa dei muscoli, che
colpisce i maschi, tranne rarissime eccezioni. La Distrofia di Duchenne è determinata da mutazioni nel gene
DMD localizzato sul cromosoma X. Questo gene contiene le informazioni per sintetizzare la proteina
distrofina. Le mutazioni che conducono alla malattia possono essere di vario tipo e comprendono sia
mutazioni puntiformi che delezioni/duplicazioni di 1 o più esoni del gene, ma tutte hanno come effetto quello
di causare l'assenza totale della proteina. Altre mutazioni dello stesso gene, ma che non causano l'assenza
totale della distrofina, sono responsabili di una forma molto più benigna di distrofia, la Distrofia Muscolare di
Becker (BMD).
Il test genetico prevede:
In ambito post natale l’analisi per DMD/BMD si effettua nel caso di maschi affetti o nel caso di
femmine sospette portatrici.
In ambito prenatale si effettua solo nei casi in cui la madre è portatrice della mutazione ed il feto è di
sesso maschile.
Il test genetico di I livello prevede la ricerca di delezioni/duplicazioni esoniche del gene distrofina.
Il test di II livello permette di individuare le mutazioni puntiformi del gene distrofina.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello: analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation Probe Amplification ) dei 79 esoni e
dell’esone 1 alternativo DP427c del gene distrofina, per la ricerca di delezioni e duplicazioni.
Test di II livello: sequenziamento mediante NGS (Next Generation DNA Sequencing) dell’intero
gene DMD.
L’analisi si effettua su:
diagnosi post natale: DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di
sangue intero in provetta Vacutainer con EDTA);
diagnosi pre natale: DNA estratto da villo coriale, liquido amniotico, sangue fetale.
Indicazione all’analisi:
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
CARTA DEI SERVIZI
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rev. 2
Diagnosi clinica di DMD/BMD o familiarità accertata.
Tempi di risposta:
Test di I livello:
diagnosi post natale
diagnosi pre natale
Test di II livello: diagnosi post natale
10.1.23
30 giorni
10 giorni
2-6 mesi.
Distrofie retiniche a pattern/Distrofia vitelliforme dell’adulto
Le distrofie a pattern sono un ampio gruppo di malattie con coinvolgimento dell’epitelio
pigmentato retinico. Sono caratterizzate da modesti disturbi della visione centrale associati a depositi di
pigmento giallo, arancio o grigiastro, disposti a formare vari aspetti morfologici (“patterns”), che
possono anche essere diversi nei due occhi. L’età d’insorgenza è in genere giovanile-adulta; la
prognosi visiva è in genere favorevole, con il mantenimento della funzione visiva in almeno un occhio
fino all’età avanzata.
Dal punto di vista genetico le distrofie a pattern si trasmettono con modalità autosomica
dominante: ad ogni generazione la copia del gene alterato può essere trasmessa al 50% dei figli sia
maschi che femmine. I geni principalmente responsabili sono PRPH2 (RDS/periferina) sul cromosoma
6 (6p21.1) e BEST1 (VMD2) sul cromosoma 11 (11q13), coinvolti anche nella malattia di Best. Lo
studio genetico di quest’ultimo gene può essere effettuato come test di II livello su richiesta specifica da
parte dello specialista di riferimento.
Il test genetico prevede:
Ricerca di varianti di sequenza a carico degli esoni e delle regioni introniche fiancheggianti del
gene PRPH2 (I livello del test); nei pazienti negativi al test di I livello può essere eseguita, su richiesta
del medico inviante, l’analisi del gene BEST1 (II livello del test).
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
PCR e sequenziamento in automatico degli esoni e delle regioni introniche fiancheggianti dei geni
associati alla patologia
L’analisi si effettua su:
ricerca delle varianti di sequenza a carico del gene PRPH2 (I livello) associato alla patologia
mediante Next Generation DNA Sequencing (NGS): nei pazienti negativi al test di I livello può essere
eseguita, su richiesta del medico inviante, l’analisi del gene BEST1 (II livello del test).
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
- tecnica di Next Generation DNA Sequencing
- sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation DNA Sequencing
Indicazione all’analisi:
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia : indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma), fluorangiografia retinica;
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
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CARTA DEI SERVIZI
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Tempi di risposta:
gene PRPH2 (I livello del test)
gene BEST1 (II livello del test)
10.1.24
60 giorni
60 giorni
Emocromatosi ereditaria
L’Emocromatosi è una malattia ereditaria caratterizzata da progressivo accumulo di ferro
dell’organismo. Esistono diverse forme di Emocromatosi causate da mutazioni in differenti geni. La forma più
comune è l’Emocromatosi Classica o di Tipo I, dovuta a mutazioni del gene HFE situato sul cromosoma 6p;
l’Emocromatosi di Tipo 2 (detta anche Emocromatosi Giovanile) è una forma molto più rara dovuta a
mutazioni nel gene dell’emojuvelina HJV localizzato sul cromosoma 1q (Sottotipo 2A) o a mutazioni nel gene
dell’epcidina HAMP sito sul cromosoma 19q (sottotipo 2B). Altre forme rare di Emocromatosi sono il tipo 3
causato da mutazioni nel gene TfR2, che codifica per il Recettore della Transferrina 2 (localizzazione in 7q),
e il tipo 4 riconducibile a mutazioni nel gene della Ferroportina (SLC40A1, localizzato in 2q). Tutte le forme di
Emocromatosi, ad eccezione del tipo 4, sono a trasmissione autosomica recessiva; l’Emocromatosi di tipo 4
è invece a trasmissione autosomica dominante.
Il test genetico prevede:
Il test genetico di I livello prevede la ricerca delle mutazioni C282Y, H63D e S65C del gene HFE.
Il test di II livello prevede lo studio di tutti i geni implicati nelle varie forme di Emocromatosi per
ricercare mutazioni rare o private.
L’analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello:
ricerca delle mutazioni p.C282Y, p.H63D e p.S65C mediante PCR multiplex e analisi di
frammenti.
Test di II livello:
Sequenziamento mediante NGS (Next Generation DNA Sequencing) dei geni HFE,
HJV, HAMP, TfR2 e SLC40A1.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
Indicazione all’analisi:
Il test di primo livello è eseguito quando la sintomatologia clinica e gli esami di laboratorio sono
indicativi della patologia. Il test di secondo livello è eseguito su richiesta dello specialista, per soggetti
risultati negativi o portatori sani al test di I livello (assenza delle 3 mutazioni ricercate o presenza di una sola
mutazione in eterozigosi) e con un profilo clinico - biochimico caratterizzato da iperferritinemia e saturazione
della transferrina
45%, in assenza di patologie epatiche, disordini ematologici o altre forme di sovraccarico
di ferro secondario.
Tempi di risposta:
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CARTA DEI SERVIZI
gene HFE (test di primo livello)
geni HFE, HJV, HAMP, TfR2 e SLC40A1 (secondo livello)
10.1.25
D/1416/72-2
ed. 2
rev. 2
30 giorni
3-12 mesi
Emofilia A
L’Emofilia A è una Coagulopatie congenita a trasmissione X-linked recessiva. E’ causata da varianti
patogenetiche nel gene che codifica per il FVIII, le quali riducono od eliminano la funzione di questo nel
plasma. E’ trasmessa da femmine portatrici che non manifestano, in genere, i segni clinici della malattia. La
severita’ della malattia e’ strettamente correlata al livello plasmatico di fattore VIII (FVIII:C). Nella Emofilia A
severa il livello del fattore VIII è inferiore all’1%; nella forma moderata, il livello del fattore VIII è pari all’ 15%; nella forma lieve, il livello del fattore VIII è compreso tra il 6% ed il 35%. Il disordine interessa 1:500010.000 maschi. Nel 40-50% dei pazienti affetti dalla forma grave, e nel 20-25% di tutti gli Emofilici, si
riscontra l’inversione dell’introne 22. L’inversione dell’introne 1 è invece responsabile della forma severa nel
2-5% affetti; infine, nel Nord Italia, si riscontra, nel 30% dei soggetti affetti dalla forma moderata, la
duplicazione dell’esone 13.
Il test genetico prevede:
Nei maschi affetti si esegue, come primo livello del test, la ricerca dell’inversione dell’introne 22
mediante LONG PCR (Polymerase Chain Reaction). In caso di assenza di inversione dell’introne 22, si
esegue la ricerca dell’inversione dell’introne 1 (II livello del test). Se quest’ultima non viene riscontrata si
prosegue con la ricerca delle grandi duplicazioni e delezioni mediante MLPA (Multiplex Ligation Probe
Amplification). In assenza di delezioni e duplicazioni si effettua l’ultimo livello del test che prevede il
sequenziamento del gene F8i.
Nelle donne con familiarità viene ricercata esclusivamente la variante patogenetica riscontrata nel
soggetto affetto della famiglia.
In caso di diagnosi prenatale eseguita in genere su prelievo di villo coriale, la ricerca della variante
patogenetica, precedentemente caratterizzata nella madre, viene effettuata solo se il feto risulta maschio. La
diagnosi di sesso puo’ essere eseguita mediante QF-PCR in caso di diagnosi prenatale invasiva o mediante
determinazione non invasiva del sesso fetale a partire da DNA totale circolante. Per le donne in gravidanza
a rischio di Emofilia A, in assenza di una precedente caratterizzazione della variante patogenetica nella
famiglia, l’indagine molecolare su sangue periferico prevede la ricerca dell’inversione dell’introne 22. Solo
nel caso in cui la donna risulti portatrice di tale riarrangiamento è possibile eseguireindagine fetale su villo
coriale. Si sottolinea che, qualora la donna in gravidanza non risulti portatrice di inversione dell’introne 22,
l’esecuzione degli ulteriori livelli di indagine potrebbe richiedere tempi analitici non compatibili con l’eventuale
richiesta di indagine in diagnosi prenatale. Pertanto, l’esecuzione degli ulteriori livelli del test, sarà valutata
dallo specialista del settore e/o dal medico richiedente in considerazione dell’epoca gestazionale e della
finalità della diagnosi prenatale stessa.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello: analisi mediante Long PCR (Polymerase Chain Reaction) per la ricerca di inversione
dell’introne 22.
Test di II livello: analisi mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) per la ricerca di inversione
dell’introne 1.
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CARTA DEI SERVIZI
Test di III livello: analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni e duplicazioni
Test di IV livello effettuato mediante sequenziamento. Il sequenziamento Sanger può essere eseguito
in caso di indagine richiesta per la ricerca della variante patogenetica familiare o per la conferma di varianti
riscontrate, mediante NGS (Next Generation Sequencing). Mediante tecnica NGS viene eseguito il
sequenziamento degli esoni e delle giunzioni esone-introne del gene FVIII.
L’analisi si effettua su
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue
periferico in 2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA).
In caso di ricerca di inversione dell’introne 22 l’indagine prenatale viene eseguita
esclusivamente su DNA estratto da prelievo di villo coriale. E’ possibile effettuare tutti gli
altri livelli del test sia su prelievo di villo coriale che su prelievo di liquido amniotico.
Indicazione all’analisi
Nei soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite dosaggio del FVIII indicativo di tale
patologia
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
In caso di familiarità il test non si esegue nelle donne con età inferiore ai 18 anni
.
Tempi di risposta:
Test di I livello diagnosi postnatale: 30 giorni
diagnosi prenatale: 10 giorni
Test di II livello diagnosi postnatale: 30 giorni
diagnosi prenatale: 10 giorni
Test di III livello diagnosi postnatale: 30 giorni
diagnosi prenatale: 10 giorni
Test di IV livello diagnosi postnatale mediante NGS (sequenziamento di tutti gli esoni e delle giunzioni
esone-introne del gene FVIII: 60 giorni
diagnosi postnatale: mediante sequenziamento Sanger per la ricerca della variante
patogenetica familiare: 30 giorni
diagnosi prenatale: 10 giorni
10.1.26
Emofilia B
L’Emofilia B è una Coagulopatie congenita a trasmissione X-linked recessiva. E’ causata da varianti
patogenetiche nel gene che codifica per il FIX, le quali riducono od eliminano la funzione di questo nel
plasma. E’ trasmessa da femmine portatrici che non manifestano, in genere, i segni clinici della malattia. La
severita’ della malattia e’ strettamente correlata al livello plasmatico di fattore IX (FIX:C). Nella Emofilia B
severa il livello del fattore FIX è inferiore all’1%; nella forma moderata, il livello del fattore FIX è pari all’ 1-
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5%; nella forma lieve, il livello del fattore FIX è compreso tra il 6% ed il 35%. Il disordine interessa 1:20.00030.000 maschi. Nei pazienti si riscontrano varianti patogenetiche o delezioni/duplicazioni.
Il test genetico prevede:
Nei maschi affetti si esegue, come primo livello del test, il sequenziamento mediante NGS (Next
Generation Sequencing) del gene F9 per la ricerca di varianti patogenetiche. Se il sequenziamento non
evidenzia la presenza di varianti patogenetiche o se uno o piu’ target non vengono sequenziati,, si prosegue
con la ricerca delle grandi duplicazioni e delezioni mediante MLPA (Multiplex Ligation Probe Amplification)
Nelle donne con familiarità viene ricercata esclusivamente la variante patogenetica o la
delezione/duplicazione riscontrata nel soggetto affetto della famiglia; nel primo caso si esegue il
sequenziamento Sanger mentre nel secondo caso si effettua l’MLPA.
In gravidanza, in caso di diagnosi prenatale eseguita su prelievo di villo coriale o di liquido amniotico,
la ricerca della variante patogenetica o della delezione/duplicazione, precedentemente caratterizzata nella
madre, viene effettuata solo se il feto risulta maschio. La diagnosi di sesso puo’ essere eseguita mediante
QF-PCR in caso di diagnosi prenatale invasiva o mediante determinazione non invasiva del sesso fetale a
partire da DNA totale circolante.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello: effettuato mediante sequenziamento. Il sequenziamento Sanger può essere eseguito
in caso di indagine richiesta per la ricerca della variante patogenetica familiare o per la conferma di varianti
riscontrate, mediante NGS (Next Generation Sequencing). Mediante tecnica NGS viene eseguito il
sequenziamento degli esoni e delle giunzioni esone-introne del gene F9.
Test di II livello: analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni e duplicazioni
L’analisi si effettua su
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue
periferico in 2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA).
L’indagine prenatale viene eseguita su DNA estratto da prelievo di villo coriale e da
prelievo di liquido amniotico.
Indicazione all’analisi
Nei soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite dosaggio del FIX indicativo di tale
patologia
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
In caso di familiarità il test non si esegue nelle donne con età inferiore ai 18 anni
Tempi di risposta:
Test di I livello diagnosi postnatale mediante NGS (sequenziamento di tutti gli esoni e delle giunzioni
esone-introne del gene FIX) : 60 giorni
diagnosi postnatale: mediante Sanger per la ricerca della variante patogenetica
familiare: 30 giorni
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Test di II livello mediante MLPA diagnosi postnatale: 30 giorni
Test di I livello diagnosi prenatale: 10 giorni
Test di II livello diagnosi prenatale: 10 giorni
10.1.27
Farmacogenetica
Soggetti diversi rispondono in modo diverso allo stesso farmaco; tali differenze sono legate al grande
numero di proteine che intervengono nella risposta alla terapia farmacologica. Ogni proteina e’ prodotta da
una specifica sequenza del DNA, il gene; la maggior parte dei geni presenta caratteristiche diverse in
individui diversi. Una nuova disciplina, la FARMACOGENETICA, si propone di studiare le variazioni nella
sequenza dei geni (“varianti polimorfiche”) responsabili dell’efficacia della terapia farmacologica in un
determinato individuo test del DNA, che identificano queste varianti polimorfiche, sono in grado di predire,
almeno in parte, come un paziente risponderà ad un determinato farmaco. I risultati del test genetico
saranno utilizzati dal medico per scegliere quale farmaco impiegare per il trattamento del il paziente e per
ottimizzare il dosaggio da somministrare:"il farmaco giusto al paziente giusto". Le varianti polimorfiche in
farmacogenetica vengono ricercate nei geni responsabili del metabolismo, del trasporto, dell’assorbimento,
della distribuzione e dell’escrezione del farmaco nonché in quei geni che producono le proteine dei recettori
del farmaco stesso.
Farmacogenetica nella terapia antiretrovirale
La terapia HAART (terapia antiretrovirale altamente attiva) contro l'infezione da HIV nei pazienti affetti
da AIDS presenta lo svantaggio di un’incidenza relativamente alta di effetti collaterali e di una mancata
risposta alla terapia da parte di alcuni soggetti. La prescrizione di abacavir, un efficace inibitore della
transcrittasi inversa, è limitato dall’insorgenza di reazioni di ipersensività nel 5% circa dei pazienti sottoposti
a terapia. Tali reazioni sono caratterizzate da rash cutaneo e manifestazioni gastrointestinali e respiratorie
che possono talvolta risultare fatali. E’ stato dimostrata una forte associazione tra reazioni di ipersensività
all’Abacavir e la presenza, a livello del DNA degli individui che manifestano tali reazioni, dell’allele HLAB*5701. L’identificazione, attraverso un test genetico, dell’allele HLA-B*5701, ridurrebbe l’insorgenza degli
eventi avversi al farmaco. L’esistenza di un test genetico predittivo valido, capace di identificare a priori
quale individuo svilupperà una reazione di ipersensività alla terapia farmacologica in base all’assetto
genotipico, porterebbe ad una somministrazione di abacavir sicura ed appropriata.
Il test genetico prevede:
Determinazione dell’allele HLA-B*5701 nel campione analizzato.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Amplificazione mediante PCR SSP
Sequenziamento automatico (3730 DNA Analyzer)
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
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CARTA DEI SERVIZI
Indicazione all’analisi:
Paziente candidato a terapia antiretrovirale a base di abacavir
Tempi di risposta: 7 giorni
FARMACOGENETICA NELLA TERAPIA INTERFERONICA IN PAZIENTI HCV POSITIVI
Il trattamento farmacologico elettivo per l’infezione da HCV si basa sull’associazione di due principi
attivi: interferone pegilato (PegIFN), che stimola la risposta del sistema immunitario contro il virus, e
ribavirina (RBV9) che interferisce indirettamente sulla replicazione virale. Tale trattamento, pur raggiungendo
elevati livelli di efficacia, è associato a diversi effetti collaterali la cui insorgenza può rendere controindicata
l’assunzione della terapia. E’ stato dimostrato che alcune varianti polimorfiche presenti nel gene IL28B
(rs12979860 e rs8099917) risultano essere validi marker predittivi circa l’esito della terapia anti-HCV basata
su Interferone pegilato (PegIFN) e ribavirina (RBV) in quanto associati ad un’aumentata remissione virale
sostenuta (SVR) in pazienti con infezione da HCV di genotipo 1.
Il test genetico prevede: Identificazione dei polimorfismi rs12979860 e rs8099917 del gene IL28B.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi: PCR (reazione a catena della polimerasi) RealTime con sonde allele-specifiche e rilevamento in tempo reale degli ampliconi.
L’analisi si effettua su: DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue
intero in provetta Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi: Pazienti HCV positivi candidati al trattamento interferone pegilato (PegIFN) e
ribavirina (RBV9)
Tempi di risposta: 10 giorni.
10.1.28
Fibrosi Cistica
La Fibrosi Cistica (FC) è una malattia ereditaria, cronica evolutiva causata da alterazioni del gene
CFTR. In un malato di FC entrambi i geni sono difettosi. Viceversa un portatore di FC è un individuo sano
che possiede un gene difettoso ed un gene normale. Le mutazioni descritte attualmente nel gene CFTR
sono oltre 1900.
Il test genetico prevede:
Analisi di I livello con ricerca delle mutazioni più frequenti e note.
Ricerca di mutazioni rare mediante tecnica MLPA e sequenziamento diretto del gene.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
amplificazione mediante le piu attuali tecnologie presenti in commercio per la ricerca delle
mutazioni più frequenti e note
analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation-Dipendent Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni o duplicazioni degli esoni del gene CFTR
sequenziamento delle regioni codificanti e delle regioni introni che fiancheggianti gli esoni del
gene CFTR mediante sequenziamento Sanger o sequenziamento di nuova generazione
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DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA), da liquido amniotico, villo coriale, sangue fetale, saliva,sangue spottato su carta
Guthrie.
Indicazione all’analisi:
test genetico per diagnosi di portatore
test genetico per diagnosi di malattia
test genetico per diagnosi prenatale
test genetico applicato allo screening neonatale
Il test per diagnosi di portatore si esegue nei seguenti casi:
Individui con storia familiare positiva per fibrosi cistica
Coppie di soggetti consanguinei
Coppie con gravidanza con Intestino Iperecogeno Fetale
Il test per diagnosi di malattia si esegue nei seguenti casi:
In presenza di sospetto clinico: test del sudore positivo o borderline
Il test per diagnosi prenatale si esegue su DNA estratto da villo coriale o liquido amniotico nelle coppie
di portatori sani di Fibrosi Cistica il cui rischio di vere un bambino affetto dalla malattia è di ¼ ad ogni
gravidanza. Col test si ricercano le mutazioni familiari (materna e paterna).
Il test applicato allo screening neonatale si esegue nell’ambito della medicina preventiva, secondo un
programma, in atto già da molti anni nella Regione Toscana, che inserisce gratuitamente tutti i neonati in un
programma di SCREENING NEONATALE.
Lo scopo dello Screening Neonatale è di individuare precocemente, prima della comparsa dei sintomi,
alcune malattie congenite.
A partire dal 2010 viene affiancato il test genetico al normale percorso di screening neonatale per
Fibrosi Cistica. In base a tale percorso è possibile che, in un numero limitato di neonati (circa l’1.4 % sul
totale dei nati) si proceda ad un’analisi genetica di approfondimento. Per tale motivo viene chiesto il
consenso dei genitori al momento del prelievo. I positivi riceveranno consulenza genetica.
Tempi di risposta:
Diagnosi post natale
gene CFTR primo livello
gene CFTR secondo livello
gene CFTR terzo livello
30 giorni
30 giorni
60 giorni
Diagnosi pre natale
gene CFTR primo livello
gene CFTR secondo livello
gene CFTR terzo livello
7 giorni
7 giorni
15 giorni
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CARTA DEI SERVIZI
10.1.29
Indagine molecolare per rene policistico dell’adulto (ADPKD)
Il rene policistico dell’adulto o ADPKD (Autosomal Dominant Polycystic Kidney Disease) è una delle
malattie genetiche più comuni, con un’incidenza di 1 su 400-1000 nati vivi.
È una malattia sistemica che interessa diversi organi e apparati, ma colpisce in particolare i due reni
rappresentando la principale causa genetica di insufficienza renale dell’adulto, situazione che consegue al
progressivo sviluppo e crescita di cisti renali.
L’ADPKD è una malattia a trasmissione autosomica dominante nella quale sono coinvolti 2 geni:
PKD1 e PKD2.
Il test genetico prevede:
Sequenziamento delle regioni codificanti e di parte delle regioni introniche dei geni PKD1 e PKD2, per
la ricerca delle mutazioni puntiformi responsabili dell’insorgenza della malattia.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
amplificazione mediante PCR degli esoni dei geni PKD1 e PKD2;
sequenziamento delle regioni codificanti degli esoni e delle regioni introni che fiancheggianti dei
geni PKD1 e PKD2
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA), da liquido amniotico, villo coriale e sangue fetale.
Indicazioni all’analisi:
L’analisi si effettua su tutti i pazienti che presentano richiesta specifica di studio genetico per Rene
policistico dell’adulto o Rene policistico autosomico dominante, in caso di sospetto clinico o per familiarità.
Tale esame è richiesto di solito dal nefrologo e prevede una consulenza pre test in cui vengono raccolte le
informazioni cliniche e la storia familiare.
Il test genetico viene eseguito al fine di:
- Confermare una diagnosi di ADPKD. L’ADPKD può essere facilmente diagnosticata con un esame
ecografico quando le cisti sono presenti, ma dato che la formazione delle cisti è un processo età dipendente,
in soggetti giovani, soprattutto con mutazioni a carico di PKD2, si possono ottenere risultati falsi negativi.
- Eseguire una diagnosi presintomatica. Se nella famiglia è conosciuta una specifica mutazione, il test
genetico può essere usato come diagnosi presintomatica in membri asintomatici.
- Confermare lo status genetico di potenziali donatori di rene. Per individuare se tra i familiari del
paziente vi è un soggetto idoneo come donatore di rene, deve essere esaminato se anche in esso è
presente la mutazione identificata nel probando. L’identificazione della mutazione del probando nel
potenziale donatore, determina l’esclusione del suo stato di donatore.
Tempi di risposta:
gene PKD1 ( esoni dal 35 al 46)
gene PKD2 ( esoni dal 1 al 15)
30 giorni
30 giorni
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
CARTA DEI SERVIZI
10.1.30
D/1416/72-2
ed. 2
rev. 2
Ipocaliemia/Ipercaliemia
La paralisi periodica ipocaliemica è una malattia genetica a trasmissione autosomica dominante. La
prevalenza è stimata in 1/100.000. Si manifesta con episodi di paralisi muscolare di durata variabile (da
qualche ora a 1-2 giorni) ed è caratterizzata da una riduzione del livello ematico del potassio. Le analisi
genetiche hanno dimostrato che circa il 70% dei casi è dovuto ad una variante patogenetica del gene
CACNA1S, che codifica per un canale del calcio muscolare, mentre il 10% è dovuto ad una mutazione del
gene SCN4A, che codifica per un canale del sodio muscolare.
La paralisi periodica iperkaliemica (HiperPP) è caratterizzata da attacchi episodici di debolezza
muscolare con concomitante aumento della concentrazione di potassio nel siero; ha una prevalenza stimata
di
circa
1/200.000.
La HiperPP è una malattia muscolare del canale del sodio dovuta a varianti patogenetiche (Thr704Met e
Met1592Val nell'80% dei casi) del gene SCN4A, che codifica per la subunità alfa del canale del sodio
voltaggio-dipendente del muscolo scheletrico, La trasmissione è autosomica dominante La diagnosi
molecolare di Paralisi Periodica Ipocaliemica e Ipercaliemica è possibile attraverso la ricerca di varianti
patogenetiche nei geniCACNA1S e SCN4A..
Il test genetico prevede:
Ipocaliemia:
Test di I livello: studio degli esoni 11. 21 e 30 del gene CACN1S mediante sequenziamento
Sanger che consente di caratterizzare il 55-70% circa dei soggetti affetti
Test di II livello: studio di tutti gli esoni e delle giunzioni esone-introne mediante Next
Generation Sequencing (NGS) del gene CACNA1S
Ipercaliemia:
Test di I livello studio degli esoni 12 e 18 del gene SCN4A mediante sequenziamento Sanger
che consente di caratterizzare l’8-10% dei soggetti affetti.
Test di II livello: studio di tutti gli esoni e delle giunzioni esone-introne mediante
sequenziamento Next Generation Sequencing (NGS) del gene SCN4A
Nei familiari viene ricercata esclusivamente la variante patogenetica mediante sequenziamento
Sanger.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello: effettuato mediante sequenziamento. Il sequenziamento Sanger può essere eseguito
in caso di indagine richiesta per la ricerca della variante patogenetica familiare o per la conferma di varianti
riscontrate mediante NGS (Next Generation Sequencing).
Test di II livello: Mediante tecnica di Next Generation Sequencing.(NGS) viene eseguito il
sequenziamento degli esoni e delle giunzioni esone-introne del gene CACNA1S e/o del gene SCN4A
L’analisi si effettua su
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue
periferico in 2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA).
L’indagine prenatale viene eseguita su DNA estratto da prelievo di villo coriale e da
prelievo di liquido amniotico.
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
CARTA DEI SERVIZI
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rev. 2
Indicazione all’analisi
Nei soggetti affetti con diagnosi clinica
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
.Tempi di risposta:
Test di I livello diagnosi postnatale mediante sequenziamento Sanger per la ricerca delle varianti
patogenetiche piu’ frequenti nel gene CACNA1S o della variante patogenetica familiare: 30 giorni
Test di II livello mediante NGS (sequenziamento di tutti gli esoni e delle giunzioni esone-introne del
gene CACNA1S): 60 giorni
Test di I livello diagnosi postnatale mediante sequenziamento Sanger per la ricerca delle varianti
patogenetiche piu’ frequenti nel gene SCN4A o della variante patogenetica familiare: 30 giorni
Test di II livello mediante NGS (sequenziamento di tutti gli esoni e delle giunzioni esone-introne del
gene SCN4A): 60 giorni
Test di I livello diagnosi prenatale: 10 giorni
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
amplificazione mediante PCR
sequenziamento
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA), da liquido amniotico, villo coriale e sangue fetale.
Indicazione all’analisi:
richiesta specifica di studio genetico per Ipocaliemia o Ipercaliemia, per sospetto clinico o per
familiarità.
Tempi di risposta:
Diagnosi post natale
gene CACNL1A3
gene SCNA
30 giorni
30 giorni
Diagnosi pre natale
gene CACNL1A3
gene SCNA
10 giorni
10 giorni
10.1.31
Malattia di Best o distrofia maculare vitelliforme
La Malattia di Best, o distrofia maculare vitelliforme, è una rara distrofia bilaterale della macula, a
eredità autosomica dominante, caratterizzata dall'accumulo, al di sotto della retina, di materiale
giallastro, a livello della macula. La penetranza e l'espressione clinica della malattia di Best variano
notevolmente da una persona all'altra e ad oggi la reale prevalenza resta sconosciuta. L'esordio
avviene nell'infanzia o nelle prime decadi di vita. La lesione vitelliforme caratteristica consiste in una
cisti maculare, simile al tuorlo dell'uovo, con un diametro di 0,5-3,0 che spesso è asimmetrica. Tuttavia i
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
CARTA DEI SERVIZI
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segni maculari variano da una piccola macchia gialla, a lesioni vitelliformi multiple o atrofiche, fino alla
formazione di una cicatrice corio retinica. La malattia ha in genere un andamento evolutivo, ma la sua
storia naturale è estremamente variabile (età, esordio, progressione, etc.) con espressioni cliniche
diverse anche in membri della stessa famiglia.
Dal punto di vista genetico la malattia di Best viene in genere trasmessa con modalità
autosomica dominante: ad ogni generazione la copia del gene alterato può essere trasmessa al 50%
dei figli sia maschi che femmine. Il gene principalmente responsabile è il gene BEST1 (VMD2), che
mappa in 11q13 e codifica per una proteina localizzata nella membrana plasmatica dell’epitelio
pigmentato retinico, con funzioni di canale per il cloro. In una minore percentuale di casi sono
riscontrate alterazioni a livello del gene PRPH2 (RDS/Periferina), che mappa sul cromosoma 6 (6p21.1)
e codifica per una proteina importante nella stabilizzazione strutturale del segmento esterno dei
fotorecettori. Lo studio genetico di tale gene può essere effettuato come test di II livello su richiesta
specifica da parte dello specialista di riferimento.
Il test genetico prevede:
ricerca delle varianti di sequenza a carico del gene BEST1 (I livello) associato alla patologia
mediante Next Generation DNA Sequencing (NGS): nei pazienti negativi al test di I livello può essere
eseguita, su richiesta del medico inviante, l’analisi del gene PRPH2 (II livello del test).
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
- tecnica di Next Generation DNA Sequencing
- sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation DNA Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico;
2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta Vacutainer con EDTA.
Indicazioni all’analisi:
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia : indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma), fluorangiografia retinica,
ecc.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità.
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia : indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma), fluorangiografia retinica,
ecc.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi medi di risposta:
gene BEST1 (I livello del test)
gene PRPH2 (II livello del test)
60 giorni
60 giorni
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10.1.32
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Malattia di. Fabry
La malattia di Fabry è una malattia ereditaria del metabolismo dei glicosfingolipidi, a trasmissione
recessiva legata all'X, dovuta a un deficit di un enzima lisosomiale, l'alfa galattosidasi A ed è determinata da
varianti patogenetiche o da delezioni del gene GLA, localizzato sul cromosoma X. La malattia di Fabry è una
malattia progressiva multisistemica caratterizzata da coinvolgimento renale, cutaneo, cardiovascolare,
neurologico, cocleo-vestibolare e cerebrovascolare. L’incidenza è di 1/80.000 nati vivi e le manifestazioni
cliniche sono piu’ gravi nei maschi emizigoti rispetto alle femmine eterozigoti
Il test genetico prevede:
Nei maschi affetti si esegue, come primo livello del test, il sequenziamento mediante NGS (Next
Generation Sequencing) o mediante Sanger del gene GLA per la ricerca di varianti patogenetiche. Se il
sequenziamento non evidenzia la presenza di varianti patogenetiche o se uno o piu’ target non vengono
sequenziati, si prosegue con la ricerca delle grandi duplicazioni e delezioni mediante MLPA (Multiplex
Ligation Probe Amplification). Nelle donne affette si esegue, come primo livello del test, il sequenziamento
mediante NGS (Next Generation Sequencing) o mediante Sanger del gene GLA per la ricerca di varianti
patogenetiche. Se il sequenziamento non evidenzia la presenza di varianti patogenetiche si prosegue con la
ricerca delle grandi duplicazioni e delezioni mediante MLPA (Multiplex Ligation Probe Amplification)
Nei familiari viene ricercata esclusivamente la variante patogenetica o la delezione/duplicazione
riscontrata nel soggetto affetto della famiglia; nel primo caso si esegue il sequenziamento Sanger mentre
nel secondo caso si effettua l’MLPA.
In gravidanza, la diagnosi di sesso fetale puo’ essere eseguita mediante QF-PCR in caso di diagnosi
prenatale invasiva o mediante determinazione non invasiva del sesso fetale a partire da DNA totale
circolante.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Test di I livello: effettuato mediante sequenziamento. Il sequenziamento Sanger può essere eseguito
anche in caso di indagine richiesta per la ricerca della variante patogenetica familiare o per la conferma di
varianti riscontrate, mediante NGS (Next Generation Sequencing). Mediante tecnica di Next Generation
Sequencing.(NGS) viene eseguito il sequenziamento degli esoni e delle giunzioni esone-introne del gene
GLA
Test di II livello: analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni e duplicazioni
L’analisi si effettua su
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue
periferico in 2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA).
L’indagine prenatale viene eseguita su DNA estratto da prelievo di villo coriale e da
prelievo di liquido amniotico.
Indicazione all’analisi
Nei soggetti affetti con diagnosi clinica (deficit marcato dell’ enzima alfa-galattosidasi A nei
maschi)
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
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CARTA DEI SERVIZI
In caso di familiarità il test non si esegue nei minori asintomatici
Tempi di risposta:
Test di I livello
diagnosi postnatale mediante NGS (sequenziamento di tutti gli esoni e delle giunzioni
esone-introne del gene GLA) : 60 giorni
diagnosi postnatale: mediante Sanger per la ricerca della variante patogenetica familiare e per il
sequenziamento di tutti gli esoni e delle giunzioni esone-introne del gene: 30 giorni
Test di II livello mediante MLPA diagnosi postnatale: 30 giorni
Test di I livello diagnosi prenatale: 10 giorni
Test di II livello diagnosi prenatale: 10 giorni
10.1.33
Malattia di Stargardt
La malattia di Stargardt è la più comune forma giovanile di degenerazione ereditaria della macula con
una prevalenza di circa 1/8.000-10.000. La malattia insorge caratteristicamente nella prima o nella seconda
decade di vita e si manifesta con una riduzione dell'acuità visiva spesso associata alla presenza sul fondo
oculare di molteplici macchie allungate bianco-giallastre (“flecks”), determinate da un diffuso accumulo di
metaboliti (lipofuscine) a livello dell’ epitelio pigmentato retinico. Dal punto di vista genetico la malattia di
Stargardt viene in genere trasmessa con modalità autosomica recessiva, cioè in un soggetto malato
entrambi i geni ereditati dai genitori sono difettosi. Il gene responsabile è ABCA4 (ABCR), che mappa sul
cromosoma 1 (1p22) e codifica per una proteina del trasporto attraverso la membrana cellulare, espressa
nei segmenti esterni dei bastoncelli. Più raramente la malattia di Stargardt è trasmessa con modalità
autosomica dominante, cioè è sufficiente un solo gene alterato per determinare la malattia; in questo caso il
gene più frequentemente alterato è il gene ELOVL4 (6q14.1), espresso specificamente a livello dei
fotorecettori. Lo studio genetico di tale gene può essere effettuato come test di II livello su richiesta specifica
da parte dello specialista di riferimento.
Il test genetico prevede:
ricerca delle varianti di sequenza a carico del gene ABCA4 (I livello) associato alla patologia mediante
Next Generation DNA Sequencing (NGS): nei pazienti negativi al test di I livello può essere eseguita, su
richiesta del medico inviante, l’analisi del gene ELOVL4 (II livello del test) mediante NGS.
Nei casi più indicativi e dove vi è richiesta del medico inviante è possibile effettuare anche:
analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation-Dipendent Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni o duplicazioni, non rilevabili in sequenza (III livello del test) a carico del gene ABCA4.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico;
2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta Vacutainer con EDTA.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
tecnica di Next Generation DNA Sequencing
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ed. 2
rev. 2
sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza
evidenziate mediante Next Generation DNA Sequencing
Indicazione all’analisi:
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia : indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma), fluorangiografia retinica,
ecc.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
Gene ABCA4 (I livello)
Gene ABCA4 MLPA (II livello)
Gene ELOVL4
10.1.34
60-180 giorni
30 giorni
60 giorni
Microdelezioni del cromosoma Y
Molti studi hanno chiarito che le microdelezioni del braccio lungo del cromosoma Y (Yq)
rappresentano una causa di infertilità maschile. Esistono tre diversi punti del cromosoma Y detti
"azoospermia factors" (AZFa, b, c) che hanno un importante ruolo nel determinare il fenotipo dei pazienti
deleti.
Il test genetico prevede:
lo studio di almeno 6 STS (sequenze specifiche) localizzati nelle regioni AZF-A, AZF-B, AZF-C, ed altri
target all’interno del cromosoma Y, in modo da poter identificare le delezioni responsabili dell’infertilità da
alterazioni della spermatogenesi.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
amplificazione mediante multiplex-PCR (Polymerase Chain Reaction) degli STS nelle varie regioni del
cromosoma Y e successiva corsa elettroforetica su sequenziatore automatico.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA), da liquido amniotico, villo coriale e sangue fetale.
Indicazione all’analisi:
Si esegue in soggetti con infertilità idiopatiche, alterazioni dello spermiogramma quali azoospermia o
oligospermia.
Tempi di risposta:
Standard
Urgenza
30 giorni
10 giorni
Diagnosi prenatale
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CARTA DEI SERVIZI
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rev. 2
L’esame è eseguito su indicazione specifica; l’analisi di ricerca delle microdelezioni del cromosoma Y
si effettua su DNA estratto da Villo coriale o Liquido amniotico solo nei casi in cui siano presenti
riarrangiamenti del cromosoma Y coinvolgenti le regioni AZF-A, AZF-B, AZF-C.
Tempi di risposta:
Standard 10 giorni
10.1.35
Retinite pigmentosa autosomica recessiva, autosomica dominante e X-linked
La retinite pigmentosa (RP) è una distrofia retinica ereditaria, causata dalla perdita dei fotorecettori e
caratterizzata da depositi retinici di pigmento visibili all'esame del fondo dell'occhio. La prevalenza della RP
non sindromica è circa 1/4.000. La forma più comune è la distrofia tipo bastoncelli-coni, che insorge con
cecità notturna, seguita dalla perdita progressiva della vista diurna, del campo visivo periferico, che può
portare a cecità dopo diverse decadi. Alcuni casi estremi possono avere una rapida evoluzione in due decadi
o una lenta progressione che non porta mai a cecità. In alcuni casi, la presentazione clinica è una distrofia
tipo coni-bastoncelli, nella quale la riduzione dell'acuità visiva predomina sulla perdita del campo visivo.
Generalmente, la RP non è sindromica anche se sono note diverse forme associate a sindromi, la più
frequente delle quali è la sindrome di Usher. Sono stati identificati circa 50 geni/loci responsabili della RP
non sindromica (forme autosomiche dominanti, autosomiche recessive, legate all'X e digeniche). La diagnosi
clinica si basa sulla presenza di cecità notturna e sui difetti del campo visivo periferico, sulle lesioni nel fondo
dell'occhio, sul tracciato elettroretinografico ipovoltato e sul progressivo peggioramento di questi segni.
L’indagine verrà effettuata mediante il sequenziamento di specifici geni che rispondono al quesito
clinico e al tipo di ereditarietà della patologia in esame, valutata in sede di consulenza genetica pre-test.
Il test genetico prevede:
Ricerca delle varianti di sequenza a carico dei geni associati alla patologia mediante Next Generation
Sequencing: l’indagine verrà effettuata mediante il sequenziamento di specifici geni che rispondono al
quesito clinico e al tipo di ereditarietà della patologia in esame, valutata in sede di consulenza genetica pretest.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation DNA Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation DNA Sequencing
Su richiesta specifica del medico inviante è possibile eseguire il sequenziamento in automatico degli
esoni e delle regioni introniche fiancheggianti dei geni:
ABCA4 (ATP-binding cassette, sub-family A member 4)
USH2A (usherina)
CRB1 (crumbs homolog 1)
RPE65 (retinal pigment epithelium-specific protein 65kDa)
RDH12 (retinol dehydrogenase 12 all-trans/9-cis/11-cis)
L’analisi si effettua su
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ed. 2
rev. 2
Indicazione all’analisi
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia: indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma),
fluorangiografia retinica, ecc.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
Gene ABCA4: 180 giorni
Gene USH2A: 180 giorni
Gene CRB1: 120 giorni
Gene RPE65: 120 giorni
Gene RDH12: 60 giorni
Pannello di geni mediante NGS: 360-720 giorni
10.1.36
RETINOSCHISI GIOVANILE
La Retinoschisi giovanile legata all'X (RSXL) è una malattia genetica rara dell'occhio, caratterizzata
dalla riduzione dell'acuità visiva nei maschi, a causa di una degenerazione maculare giovanile.
La prevalenza nel mondo è stimata in circa 1/5.000-1/25.000 individui di sesso maschile. La RSXL è una
malattia della macula, simmetrica, bilaterale, a esordio nella prima decade di vita. Si manifesta con visione
ridotta e difficoltà nella lettura. In molti casi è presente il nistagmo. L'esame del fundus evidenzia
cambiamenti microcistici della macula della retina e aree di scissura o di schisi (aspetto di ruota a raggi)
all'interno delle fibre del nervo, e velature nel vitreo. In molti casi è presente un distacco a tutto spessore
della retina, che esita in un'alterazione della vista fino alla cecità. Negli stadi più avanzati della malattia,
possono riscontrarsi emorragie nel vitreo, distacco di retina e glaucoma neovascolare, che possono esitare
nella perdita grave della vista. Le femmine portatrici raramente hanno alterazioni della vista. La patologia è
causata da mutazioni nel gene RS1 (Xp22.2-p22.1) localizzato sul cromosoma X, che comprendono
mutazioni missenso, nonsenso, nel sito di splicing, delezioni e inserzioni. RS1 codifica per la retinoschisina,
una proteina di adesione che si ritiene partecipi al mantenimento dell'integrità strutturale e funzionale della
retina. La RSXL è ereditata come carattere legato all'X; perciò una femmina portatrice ha una probabilità del
50% di trasmettere la mutazione ai figli.
Il test genetico prevede:
Ricerca delle varianti di sequenza a carico del gene RS1 associato alla patologia mediante Next
Generation Sequencing
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation DNA Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation DNA Sequencing
L’analisi si effettua su
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
D/1416/72-2
ed. 2
rev. 2
CARTA DEI SERVIZI
DNA estratto da linfociti di sangue periferico
2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta Vacutainer con EDTA
Indicazione all’analisi
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia: indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma),
fluorangiografia retinica, ecc.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
Gene RS1: 60 giorni
10.1.37
Ricerca di delezioni e duplicazioni subtelomeriche mediante MLPA
L’omologia di sequenza esistente tra le regioni subtelomeriche dei cromosomi può causare
riarrangiamenti tra regioni subtelomeriche di cromosomi diversi durante la meiosi e generare parziali
aneuploidie (variazione del numero di copie) dei geni coinvolti. Essendo i subtelomeri estremamente ricchi di
geni, sbilanciamenti in queste regioni sono spesso associate a disabilità intellettiva e anomalie fenotipiche.
Alcune delezioni che coinvolgono i subtelomeri sono inquadrate in sindromi ormai ben conosciute come la
Wolf-Hirschhorn (4p-), la sindrome di “cri du chat” (5p-) e la Miller-Dieker (17p-); si tratta di aberrazioni visibili
microscopicamente e facilmente diagnosticabili mediante tecniche di citogenetica convenzionale. Tuttavia,
sbilanciamenti subtelomerici che coinvolgono regioni al di sotto delle 5 Mb non sono rilevabili al microscopio
ottico neppure con bandeggi ad alta risoluzione (400-550 bp) e per questo sono definiti “riarrangiamenti
criptici”. La tecnica l’MLPA (Multiplex Ligation-Dependent Probe Amplification) è una tecnica che permette di
amplificare simultaneamente fino a 41 specifiche sequenze subtelomeriche identificando l’eventuale
presenza di delezioni e duplicazioni a carico di tutte i cromosomi (ad esclusione delle braccia corte dei
cromosomi acrocentrici).
Il test genetico prevede:
Per la ricerca di delezioni/duplicazione subtelomeriche viene utilizzata la tecnica MLPA (Multiple
Ligation dependent Probe Amplification).
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Estrazione del DNA
Indagine MLPA mediante kit MRC Holland, specifici per la ricerca di microdelezioni/micro
duplicazioni telomeriche.
Analisi dei dati con utilizzo del software dedicato Coffalyser (MRC Holland).
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue periferico in 2 provette Vacutainer con EDTA da 6 ml)
Indicazione all’analisi:
Ritardo mentale isolato o associato ad anomalie congenite multiple
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
D/1416/72-2
ed. 2
rev. 2
CARTA DEI SERVIZI
Tempi di risposta:
Diagnosi postnatale
10.1.38
30 giorni
Ricerca di microdelezioni/microduplicazioni in 22q11
La sindrome da microdelezione 22q11.2 (sindrome velo-cardio-faciale o sindrome di Di George) è la
più frequente sindrome da microdelezione con un’incidenza di 1:5000 nati vivi. La ricorrenza del difetto
genetico di base è condizionata dalla presenza di 3 regioni di blocchi di sequenze ripetute chiamate anche
LCR (Low Copy Repeats). Le LCR possono essere coinvolte in meccanismi di ricombinazione allelica che
possono causare le delezioni e le duplicazioni spesso rintracciate in questa regione cromosomica .
Nell’intervallo di delezione, che può variare dalle 3 Mb (in circa il 95% dei casi) a 1.5 Mb (nel 3% di casi),
sono localizzati almeno 30 geni diversi tra cui il gene TBX1. La delezione di TBX1 e quindi l’ all’insufficienza
che ne deriva è responsabile dei difetti cardiaci e dei dimorfismi facciali evidenziati in pazienti affetti da
Sindrome di Di George. In genere le manifestazioni più caratteristiche sono rappresentati da difetti cardiaci
cono-truncali, aspetto peculiare del volto, insufficienza velo-faringea, palatoschisi e difficoltà di
apprendimento. Oltre alla Sindrome da microdelezione, ad oggi sono riconosciute specifiche condizioni
sindromiche da microduplicazione della regione 22q11.2.La sindrome da microduplicazione manca di un
fenotipo facciale distintivo ma è caratterizzata da ritardo psicomotorio di grado variabile, in genere più lieve
rispetto al corrispettivo fenotipo da delezione, malformazioni maggiori o disturbi psichiatrici.
Il test genetico prevede:
Per la ricerca di delezioni/duplicazione in 22q11.2 viene utilizzata la tecnica MLPA (Multiple Ligation
dependent Probe Amplification).
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Estrazione del DNA
Indagine MLPA mediante kit MRC Holland, specifici per la ricerca di microdelezioni/micro
duplicazioni in 22q11.2
Analisi dei dati con utilizzo del software dedicato Coffalyser (MRC Holland).
L’analisi si effettua su:
Indagine postnatale: DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue periferico in 2 provette Vacutainer
con EDTA da 6 ml)
Indagine prenatale:
Prelievo di villo coriale o liquido amniotico.
Prelievo di sangue periferico della madre per indagine di contaminazione materna.
Indicazione all’analisi:
Indagine postnatale: pazienti che presentano difetti cardiaci cono-truncali, aspetto peculiare del volto,
insufficienza velo-faringea, palatoschisi e difficoltà di apprendimento, ritardo psicomotorio di grado variabile,
malformazioni maggiori o disturbi psichiatrici.
Indagine prenatale: difetti cardiaci eco evidenziati.
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
D/1416/72-2
ed. 2
rev. 2
CARTA DEI SERVIZI
Tempi di risposta:
Diagnosi postnatale
Diagnosi prenatale
10.1.39
30 giorni
7 giorni
Ricerca rapida di aneuploidie cromosomiche
Per la ricerca rapida di aneuploidie cromosomiche viene impiegata la QF-PCR (Quantitative
Fluorescent Polymerase Chain Reaction); si tratta di una tecnica di biologia molecolare che prevede lo
studio di marcatori polimorfici localizzati sui cromosomi di interesse. La metodica viene eseguita a partire da
quantità minime di materiale.
Il test genetico prevede:
Lo studio molecolare di per la ricerca rapida di aneuploidie cromosomiche consiste nell’analisi di STR
(short tandem repeats) e STS (sequenze tagged sites) per la ricerca di aneuploidie dei cromosomi 13, 18, 21
e dei cromosomi sessuali X e Y in diagnosi prenatale; su materiale abortivo (in caso di negatività) si esegue
ricerca anche di aneuploidie dei cromosomi 15, 16 e 22.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
• PCR multiplex Devyser Complete e analisi di frammenti su sequenziatore automatico per il primo
livello del test;
• PCR multiplex Devyser Resolution e analisi di frammenti su sequenziatore automatico in caso di
ulteriori approfondimenti sugli stessi cromosomi (13, 18, 21 X ed Y);
• PCR multiplex Devyser Extend e analisi di frammenti su sequenziatore automatico per il II livello del
test nel materiale abortivo.
L’analisi si effettua su:
villo coriale,
liquido amniotico
sangue fetale
tessuto abortivo
Indicazioni all’analisi su villo coriale:
L’esame si esegue su: tutti i prelievi di villo coriale, ad eccezione di casi particolari valutati dal
genetista (ad esempio genitore portatore di riarrangiamento cromosomico); liquidi amniotici con indicazione
specifica del genetista e prelievi eseguiti oltre le 20 settimane di gestazione; sangue fetale se richiesto; tutti i
campioni di materiale abortivo.
Tempo di risposta:
liquido amniotico
villo coriale
sangue fetale
materiale abortivo
4 giorni
4 giorni
4 giorni
60 giorni per il primo livello, 30 giorni aggiuntivi per il II Livello
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
CARTA DEI SERVIZI
10.1.40
D/1416/72-2
ed. 2
rev. 2
Sindrome di Angelman
La Sindrome di Angelman è un complesso disordine spesso di difficile diagnosi clinica specie nei primi
anni di vita. La maggior parte dei casi deriva da una delezione della regione 15q11-q13 del cromosoma
materno (circa 70%), solo il 3-5% dei casi è dovuto a disomia uniparentale paterna mentre è stata trovata
una anomalia nel processo di imprinting in almeno un terzo del rimanente 25 % di pazienti. Si ipotizza anche
la possibilità di una mutazione a carico del gene UBE3A riscontrata in alcuni pazienti con Sindrome di
Angelman. L’analisi per la Sindrome di Angelman si realizza in più livelli e comprende uno studio di tipo
citogenetico e uno di tipo molecolare.
Il test prevede
uno studio del cariotipo su sangue periferico per il rilevamento di eventuali riarrangiamenti
cromosomici (primo livello del test);
In seguito a risultato citogenetico negativo si inizia lo studio molecolare con il test di metilazione
(secondo livello del test);
Se il risultato dell’analisi di secondo livello è positivo l’indagine prosegue con l’analisi di FISH con
sonda locus specifica per individuare eventuale delezione a livello della regione 15q11-q13 (Terzo livello del
test);
L’analisi prevede lo studio molecolare dei microsatelliti relativi al cromosoma 15 per individuare
eventuale Disomia Uniparentale in caso di negatività del test di terzo livello.
Se c’è specifica richiesta da parte del clinico, in seguito a tutti i precedenti esami negativi, si
effettua lo studio del gene UBE3A.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
PCR Metilazione Specifica (MSPCR)
PCR degli esoni del gene UBE3A e sequenziamento in automatico
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA);
Indicazione all’analisi:
Sospetto clinico
Tempi di risposta
Test di metilazione
Gene UBE3A
Test in Diagnosi prenatale
10.1.41
30 giorni
30 giorni
7 giorni
Sindrome di Bardet-Biedl
La sindrome di Bardet-Biedl (BBS) è una ciliopatia con coinvolgimento multisistemico. La prevalenza
Europea è stimata tra 1/125.000 e 1/175.000. La malattia è caratterizzata dall'associazione tra obesità,
retinite pigmentosa, polidattilia postassiale, reni policistici, ipogenitalismo e difficoltà di apprendimento, che
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
CARTA DEI SERVIZI
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ed. 2
rev. 2
di solito si presenta diversi anni dopo l'esordio della malattia. L'espressione clinica è variabile, anche se molti
pazienti presentano quasi tutti i segni durante il decorso della malattia. La retinite pigmentosa è l'unico segno
costante dopo l'infanzia. La BBS si associa anche a altri segni gravi che comprendono il diabete,
l'ipertensione, le cardiopatie congenite e la malattia di Hirschsprung (patologia congenita della motilità
intestinale). L'ampio spettro clinico osservato nella BBS si associa a significativa eterogeneità genetica. La
malattia è trasmessa per lo più come carattere autosomico recessivo, ma in alcuni casi è stata osservata
una trasmissione triallelica. Sono state identificate mutazioni di 19 geni diversi, associati specificatamente a
questo fenotipo. Questi geni codificano per le proteine coinvolte nello sviluppo e nella funzione del ciglio
primario. L'assenza o la disfunzione delle proteine BBS esita in anomalie ciliari in organi come il rene o
l'occhio. Tuttavia, la relazione che esiste tra i sintomi e la disfunzione ciliare rimane ignota per alcuni dei
segni della BBS. Il riconoscimento del quadro clinico è importante ai fini della diagnosi che può essere
confermata dalle analisi molecolari, rendendo possibile un'adeguata consulenza genetica per le famiglie. I
difetti renali sono i segni che mettono maggiormente a rischio la vita dei pazienti, in quanto possono esitare
in insufficienza renale. allo stadio finale e richiedere un trapianto renale. La perdita progressiva della vista
dovuta alla distrofia retinica. associata a deficit cognitivo moderato (se presente), disturbi comportamentali,
ipomimia e obesità, influiscono negativamente sulla vita sociale dei pazienti.
Il test genetico prevede:
Ricerca delle varianti di sequenza a carico dei geni associati alla patologia mediante Next Generation
Sequencing
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Su soggetti con diagnosi clinica accertata
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
90-540 giorni
10.1.42
Sindrome di Crigler Najjar
La sindrome di Crigler-Najjar (CNS) è una malattia ereditaria del metabolismo della bilirubina
caratterizzata da iperbilirubinemia non coniugata, dovuta a deficit dell'attività della bilirubina
glucuronosiltransferasi (GT) La sindrome di Crigler-Najjar è ereditata in modo autosomico recessivo, è
estremamente rara e l'incidenza annuale alla nascita è 1/1.000.000 mentre la prevalenza non è nota. In ogni
individuo vi è una coppia di cromosomi recanti il gene UGT1A1; sono pertanto necessarie 2 varianti
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patogenetiche (una per ciascun cromosoma) affinché si manifesti la malattia. Gli individui con una sola
variante patogenetica sono definiti portatori sani. La Sindrome di Crigler Najjar (CN) è caratterizzata da due
forme:
1. CN1: la forma piu’ grave che non risponde al fenobarbital, caratterizzata da deficit enzimatico
completo. Nei pazienti CN1 l'ittero, che si riscontra fin dai primi giorni di vita, può evolvere in
un'encefalopatia bilirubinica (kernittero) con ipotonia, sordità, paralisi oculomotoria e letargia,
2. CN2:caratterizzata da, deficit enzimatico parziale, risponde al fenobarbital.
Il test genetico prevede:
Lo studio del
numero delle ripetizioni TA della regione tatabox del gene UGT1A1 ed il
sequenziamento degli esoni e delle giunzioni esone-introne del gene UGT1A1.
Nei familiari vengono ricercate esclusivamente le varianti patogenetiche riscontrate nel soggetto
affetto della famiglia mediante sequenziamento Sanger e studio della regione tatabox del gene UGT1A1
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) del TATA box del gene UGT1A1,
separazione elettroforetica dei frammenti e sequenziamento del gene UGT1A1 mediante tecnica di Next
Generation Sequencing.(NGS) o sequenziamento Sanger. Il sequenziamento Sanger può essere eseguito
anche in caso di indagine richiesta per la ricerca delle varianti patogenetiche familiari o per la conferma di
varianti riscontrate mediante NGS.
L’analisi si effettua su
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue
periferico in 2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA; in caso di neonato e’ sufficiente 1
provetta Vacutainer da 6 ml con EDTA).
L’indagine prenatale viene eseguita su DNA estratto da prelievo di villo coriale e da
prelievo di liquido amniotico.
Indicazione all’analisi
Nei soggetti affetti con diagnosi clinica (iperbilirubinemia, ittero)
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
Tempi di risposta:
Diagnosi postnatale mediante Sanger (sequenziamento di tutti gli esoni e delle giunzioni esoneintrone del gene UGT1A1) e studio del numero delle ripetizioni TA della regione tatabox del gene
UGT1A1 : 30 giorni
Diagnosi postnatale mediante NGS (sequenziamento di tutti gli esoni e delle giunzioni esone-introne
del gene UGT1A1) e studio del numero delle ripetizioni TA della regione tatabox del gene UGT1A1:
Diagnosi postnatale mediante Sanger per la ricerca della variante patogenetica familiare: 30 giorni
Diagnosi postnatale in urgenza su neonato mediante Sanger e studio del numero delle ripetizioni TA
della regione tatabox del gene UGT1A1: 20 giorni
60 giorni
Diagnosi prenatale: 10 giorni
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CARTA DEI SERVIZI
10.1.43
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rev. 2
Sindrome Gilbert
La sindrome di Gilbert è una patologia ereditaria benigna del fegato che presenta una prevalenza del
3-7%, caratterizzata da ittero con iperbilirubinemia non coniugata, causato dal deficit parziale dell'attività
della glucuronosiltrasferasi. Le crisi di ittero possono essere scatenate dal digiuno o dalle infezioni; l'ittero
neonatale, nei neonati con la sindrome di Gilbert, può essere più grave e protratto. Nella Sindrome di Gilbert
l’alterazione genetica interessa il promotore del gene (UGT1A1) e comporta generalmente la presenza di 7
ripetizioni TA invece di 6 a livello del TATA box che produce l'enzima; in una piccola percentuale dei casi
l’alterazione genetica può essere una variante patogenetica nella regione codificante del gene UGT1A1.
Il test genetico prevede:
lo studio del promotore 1A1 del gene UGT1A1.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) del TATA box del gene UGT1A1,
separazione elettroforetica dei frammenti
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Nei soggetti affetti con diagnosi clinica (iperbilirubinemia, ittero)
In presenza di sospetto clinico
Familiarità
Tempi di risposta:
TATA box del gene UGT1A1: 30 giorni
10.1.44
Sindrome di Prader-Willi
La Sindrome di Prader-Willi è un complesso disordine la cui diagnosi può essere difficile da stabilire
clinicamente. Le basi genetiche risultano molto eterogenee: circa il 70% dei casi è dovuto a una delezione
della regione 15q11-q13 del cromosoma paterno, il 28% è dovuto a disomia uniparentale materna mentre
meno del 2 % dei casi può presentare un errore nel processo di imprinting che causa una non espressione
del gene paterno nella regione critica della PWS.
Il test prevede:
L’analisi per la Sindrome di Prader-Willi si realizza in più livelli e comprende uno studio di tipo
citogenetico e uno studio di tipo molecolare.
uno studio del cariotipo su sangue periferico per il rilevamento di eventuali riarrangiamenti
cromosomici (primo livello del test);
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CARTA DEI SERVIZI
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In seguito a risultato citogenetico negativo si inizia lo studio molecolare con il test di metilazione
(secondo livello del test);
Se il risultato dell’analisi di secondo livello è positivo l’indagine prosegue con l’analisi di FISH con
sonda locus specifica per individuare eventuale delezione a livello della regione 15q11-q13 (Terzo livello del
test);
L’analisi prevede lo studio molecolare dei microsatelliti relativi al cromosoma 15 per individuare
eventuale Disomia Uniparentale in caso di negatività del test di terzo livello.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
PCR Metilazione Specifica (MSPCR);
PCR per STR differenti a seconda del cromosoma in esame;
Corsa elettroforetica su sequenziatore automatico.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA), da liquido amniotico, villo coriale e sangue fetale.
Tempi di risposta:
test di metilazione gene SNRPN
diagnosi prenatale, urgenze
10.1.45
30 giorni
7 giorni
Sindrome di Silver Russell
La sindrome di Silver Russell (SRS) è un disordine clinicamente eterogeneo le cui basi genetiche
sono in parte note. Sono stati identificati differenti anomalie cromosomiche coinvolgenti la regione del
cromosoma 7p12-7p14 e sono anche descritti difetti genetici coinvolgenti regioni cromosomiche di altri
cromosomi. Nel 10% dei pazienti è stata osservata presenza di Disomia Uniparentale per il cromosoma 7, in
cui entrambi gli omologhi risultano di origine materna.
Il test genetico prevede:
Nel nostro laboratorio l’esame della patologia è limitato allo studio delle disomie materne del
cromosoma 7, attraverso l’analisi da 5 a 10 polimorfismi del DNA con il confronto con campioni dei
genitori del paziente.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
PCR per STR differenti del cromosoma in esame
Corsa elettroforetica su Sequenziatore automatico
L’analisi si effettua su:
Genitori:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
Figlio:
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CARTA DEI SERVIZI
villo coriale
liquido amniotico
linfociti da sangue fetale
linfociti da sangue periferico
Indicazione all’analisi:
l’indicazione a tale studio è data dal rilevamento di tratti e caratteristiche tipiche osservate in
consulenza clinica.
Tempi di risposta:
diagnosi post natale
diagnosi prenatale, urgenza
10.1.46
30 giorni
7 giorni
Sindrome Von Hippel-Lindau
La malattia di von Hippel-Lindau (VHL) è una sindrome con predisposizione familiare al cancro,
legata a neoplasie benigne e maligne, come gli emangioblastomi della retina, del cervelletto e del
midollo spinale, il carcinoma delle cellule renali (RCC) e il feocromocitoma. La diagnosi è posta in
presenza di un singolo tumore caratteristico (emangioblastoma della retina o del SNC, oppure RCC) e
di una storia familiare positiva per la VHL. In assenza di una storia familiare (circa il 20% dei casi
insorge de novo), è suggestiva la presenza di tumori multipli (due emagioblastomi o un
emangioblastoma e un RCC). La prevalenza è di 1/53.000 casi e l'incidenza annuale alla nascita
1/36.000. I due sessi sono interessati in eguale misura. L'età media alla diagnosi è 26 anni (con esordio
dal periodo neonatale alla 7° decade). È presente marcata variabilità intrafamiliare.
La VHL è causata da mutazioni altamente penetranti del gene VHL (3p25.3), un
oncosoppressore. La maggior parte dei casi è diagnosticata con l'identificazione di una mutazione
germinale. La trasmissione è autosomica dominante: ad ogni generazione la copia del gene alterato
può essere trasmessa al 50% dei figli sia maschi che femmine.
Il test genetico prevede:
analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation-Dipendent Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni o duplicazioni a carico del gene VHL (I livello del test).
Nei casi risultati negativi all’MLPA viene eseguita la ricerca di varianti di sequenza a carico degli
esoni e delle regioni introniche fiancheggianti del gene VHL (II livello del test) mediante Next Generation
sequencing (NGS).
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation-Dipendent Probe Amplification) per la ricerca di
delezioni o duplicazioni, non rilevabili in sequenza (I livello del test).
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) degli esoni del gene VHL
sequenziamento delle regioni codificanti e delle regioni introniche fiancheggianti, per la ricerca di
varianti di sequenza (II livello del test) mediante Next Generation sequencing (NGS)
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DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
Indicazione all’analisi:
Su soggetti con diagnosi clinica accertata
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
Gene VHL MLPA (I livello)
Gene VHL (II livello)
10.1.47
30 giorni
60 giorni
Sindrome di Usher
La Sindrome di Usher (USH) è una malattia geneticamente e clinicamente eterogenea, trasmessa con
modalità autosomica recessiva, che comprende 12 loci, con 9 geni noti e 3 condizioni cliniche, USH1, USH2,
USH3 che associano retinite pigmentosa e sordità, con un’età di esordio variabile. La prevalenza della USH
è di 3-4/100.000 nella popolazione europea.
La Sindrome di Usher Tipo I (USH1), presenta sordità profonda alla nascita; talvolta i pazienti presentano un
residuo uditivo per le basse frequenze ed hanno problemi di equilibrio perché. Verso la fine della prima
decade di età, manifestano i primi sintomi della retinite pigmentosa. I principali geni coinvolti sono: MYO7A
(39%-55%), CDH23 (19%-35%), PCDH15 (11%-19%), USH1C (6%-7%) e USH1G (circa il 7%).
La Sindrome di Usher Tipo 2 (USH2), e’ caratterizzata da una perdita uditiva bilaterale da moderata
/grave. La perdita di udito è stazionaria nella maggior parte dei casi; molto raramente le persone perdono
completamente la capacità uditiva. I principali geni coinvolti sono: USH2A (l80%),GRP98 (15%) e DFNB31
(circa il 5%). Nella Sindrome di Usher Tipo 3 (USH3), i pazienti alla nascita possono non manifestare un
deficit udivo, ma l’ipoacusia che inizia nei primi anni di vita, è progressiva e intorno ai 30-50 anni può
diventare profonda. La degenerazione della retina inizia a manifestarsi dopo l’adolescenza. In alcuni casi
sono presenti anche problemi di equilibrio. Attualmente l’unico gene coinvolto è USH3A.
Il test genetico prevede:
Ricerca di varianti di sequenza a carico degli esoni e delle regioni introniche fiancheggianti dei geni:
USH2A (usherina)
MYO7A (miosina VIIa)
USH3A (clarina 1)
La tipologia di analisi molecolare eseguita può essere diversa rispetto a quello sopraindicato a
seconda dei dati emersi dalla consulenza genetica, durante la quale verranno specificati.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) degli esoni del gene o dei geni studiati
sequenziamento delle regioni codificanti e delle regioni introniche fiancheggianti, per la ricerca di
varianti di sequenza (I livello del test)
Nei casi più indicativi e dove vi è richiesta del medico inviante è possibile effettuare anche:
analisi mediante MLPA (Multiplex Ligation-Dipendent Probe Amplification) per la ricerca di
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SOD DIAGNOSTICA GENETICA
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ed. 2
rev. 2
CARTA DEI SERVIZI
delezioni o duplicazioni, non rilevabili in sequenza (II livello del test) a carico del gene USH2A.
NGS (5-10 geni).
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Sui soggetti affetti con diagnosi clinica effettuata tramite esami strumentali indicativi per tale
patologia : indagini elettrofisiologiche (elettroretinogramma ed elettroculogramma), fluorangiografia retinica,
audiogramma e prove vestibolari.
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta:
Gene USH2A (I livello)
Gene MYO7A
Gene USH3A
Gene USH2A (II livello)
NGS
10.1.48
180 giorni
180 giorni
60 giorni
30 giorni
90-360 giorni
Sindrome dell’ X-Fragile
La malattia è dovuta alla mutazione del gene FMR1 del cromosoma X, localizzato in Xq27.3 ed è
caratterizzata dall'espansione di una sequenza ripetuta di basi CGG che causa una regolazione negativa
dell'espressione del gene. Mentre nelle persone normali queste basi sono ripetute in un numero variabile da
5 a 44 volte, nelle persone malate sono ripetute più di 200 volte. Questa espansione, insieme ad altri
fenomeni, provoca il mancato funzionamento del gene FMR1 e si chiama mutazione completa.
Il test genetico prevede:
lo studio del gene FMR1 (locus Fraxa) per individuare l'eventuale pre mutazione o mutazione
completa.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
PCR ed elettroforesi capillare
MS-MLPA
Southern Blotting.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA), da liquido amniotico, villo coriale e sangue fetale.
Indicazioni all’analisi:
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L'indagine è prevista tutte le volte che è presente una familiarità per Sindrome dell’X-Fragile, per
ritardo mentale, nei bambini con ritardo mentale e del linguaggio, nelle donne che mostrano Premature
Ovarian Insufficiency (POI) ed in caso di " Sindrome del tremore atassia associata all' X Fragile (FXTAS)"
che può essere presente sia negli uomini che nelle donne.
Tempi di risposta:
Diagnosi postnatale
Gene FRM1 primo livello
Urgenza
Diagnosi prenatale
Gene FRM1 primo livello
Gene FRM1 secondo livello
Urgenza
10.1.49
30 giorni
7 giorni
7 giorni
30 giorni
10 giorni
Sordità Ereditaria
La Diagnosi genetica per Sordità Ereditaria Non Sindromica si realizza attraverso lo studio di alcuni
geni responsabili di sordità ereditaria ed aventi un’alta incidenza nella popolazione. L’analisi è volta allo
studio della Ipoacusia Non Sindromica Neurosensoriale.
L’analisi si basa sullo studio di un gruppo di geni che si comportano prevalentemente come recessivi,
talvolta anche come dominanti, mentre in altri casi sussiste un comportamento di genico. Lo studio include
anche, ove sia necessario, l’analisi di geni mitocondriali responsabili dell’ipoacusia dopo assunzione di
farmaci ototossici.
Il test genetico prevede:
studio dell’ esone 1 non codificante e dell’esone 2 non codificante del gene della Connessina 26,
(test primo livello)
verifica della presenza o assenza delle delezioni a livello del Break-point CX 30 (test secondo
livello)
studio dell’esone 1 del gene della Connessina 30 (secondo livello del test)
screening di due mutazioni puntiformi dei due geni 12S rRNA e tRNASER a livello del DNA
mitocondriali (terzo livello del test)
sequenziamento di 48 esoni del gene dell’Otoferlina(solo se richiesto specificamente)
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
per lo studio della Connessina 26:
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) del gene
sequenziamento del gene
per lo studio della Connessina 30:
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) del gene
sequenziamento del gene, solo nei casi che ne hanno indicazione
tecnica NGS studio di 30 geni
per lo studio del DNA mitocondriali:
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction)
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CARTA DEI SERVIZI
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digestione enzimatica per ricerca di mutazioni note
sequenziamento del DNA mitocondriale
per lo studio della Otoferlina:
amplificazione mediante PCR (Polymerase Chain Reaction) del gene
sequenziamento del gene.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA), da liquido amniotico, villo coriale e sangue fetale
Indicazione all’analisi:
Soggetti affetti da sordità neurosensoriale nei quali si vuole confermare o no la causa ereditaria.
Sui familiari di soggetto risulto affetto da ipoacusia ereditaria recessiva, eseguita anche per
individuarne i portatori sani.
Su partner di soggetto già studiato per verificare se è portatore
Tempi di risposta:
Diagnosi postnatale
Connessina 26 e Connessina 30
Otoferlina
Gene 12S RNA e gene tNRA (SER)
30 giorni
90 giorni
30 giorni
NGS
180-360 giorni
Diagnosi prenatale
L’analisi prenatale per l’indagine della sordità ereditaria prevede di aver già studiato i due genitori e di
conoscere eventuali alterazioni genetiche da ricercare.
Connessina 26 e Connessina 30
10 giorni
Gene 12S RNA e gene tNRA (SER)
10 giorni
10.1.50
Traslocazione IgH/Bcl1 e IgH/Bcl2
L’analisi molecolare per la ricerca delle traslocazioni del gene IgH/Bcl1 e IgH/Bcl2 è eseguita in caso
di disordine ematologico.
Il test genetico prevede:
la ricerca della traslocazione IgH/Bcl1 e/o traslocazione IgH/Bcl2
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Separazione delle cellule mononucleate sia da sangue periferico che da midollare mediante
stratificazione con linfoprep
Estrazione del DNA
PCR e PCR Nested di BCL1 o BCL2 in base al tipo di richiesta del medico
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CARTA DEI SERVIZI
Verifica elettroforetica
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da cellule mononucleate di sangue periferico (per ogni paziente vengono raccolte 3
provette tappo viola da emocromo con anticoagulante EDTA),
e/o di sangue midollare (il prelievo è eseguito tramite BOM in siringa eparinata).
DNA estratto da cellule del sangue provenienti da aferesi.
Indicazione all’analisi:
per la stadiazione di linfomi (alla diagnosi) o per pazienti in follow-up post trapianto o post terapia.
Tempi di risposta:
IgH/Bcl1 e IgH/Bcl2
Urgenza
10.1.51
20 giorni
10 giorni
Vitreoretinopatie
La distrofia vitreoretinica è una malattia ereditaria diagnosticata durante l’infanzia, che causa la
perdita progressiva della visione centrale e periferica secondaria a degenerazione retinica. E’ una
malattia rara a prevalenza non conosciuta, con netta prevalenza nel sesso maschile. La distrofia
vitreoretinica è una malattia che colpisce quasi esclusivamente il sesso maschile. Sebbene la
condizione abbia un esordio patogenetico congenito, i sintomi diventano evidenti solo verso i dieci
anni. Il sintomo iniziale nel 50% circa dei casi è rappresentato da un deficit visivo; altri sintomi ad
insorgenza precoce sono lo strabismo e il nistagmo o la presenza di movimenti oculari anomali. Il
deficit visivo è dovuto a una fenditura della retina che si divide in due strati. Tale fenditura riguarda
principalmente la macula, porzione centrale della retina responsabile della visione fine e dettagliata e
della discriminazione dei colori. All’esame fundoscopico si riscontrano a livello della fovea strisce raggi
formi: gli spazi creati dalla fenditura retinica sono spesso occupati da vescicole e da vasi sanguigni,
che vanno incontro a rottura con conseguente sanguinamento nel corpo vitreo. Ciò comporta un
ulteriore aggravamento del deficit visivo. Il corpo vitreo può degenerare ed eventualmente distaccarsi
dalla retina. Anche l’intera retina può andare incontro a un distacco dal tessuto sottostante. Il grado e
l’estensione del deficit visivo sono variabili nei diversi pazienti: il deficit centrale è quasi sempre
presente, mentre quello periferico in circa il 50% dei casi. Alcuni pazienti conservano un discreto
residuo visivo fino all’età adulta, ma altri presentano un deficit rapidamente progressivo durante
l’infanzia. La patologia prevede un meccanismo di trasmissione recessivo legato al cromosoma X: i
maschi sono affetti, le femmine sono portatrici sane anche se in alcune femmine portatrici sono stati
evidenziati segni minori di malattia a livello retinico. La distrofia vitreoretinica si pone in diagnosi
differenziale con altre patologie retiniche degenerative, come la retinite pigmentosa, la distrofia
vitreoretinica di Goldmann-Favre, la sindrome di Stickler. Un’attenta valutazione oftalmoscopica,
comprendente test di
valutazione della funzione retinica come l’ERG e lo studio del campo visivo, in associazione a
una valutazione anamnestica personale e familiare permette di distinguere queste diverse forme.
Il test genetico prevede:
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ricerca delle varianti di sequenza a carico dei geni associati alla patologia mediante Next
Generation Sequencing.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Tecnica di Next Generation Sequencing
Sequenziamento in automatico per la conferma delle varianti di sequenza evidenziate
mediante Next Generation Sequencing
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (2 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA).
Indicazione all’analisi:
Su soggetti con diagnosi clinica accertata
In presenza di sospetto clinico e per familiarità
Tempi di risposta: 90-365 giorni
10.1.52
Cariotipo molecolare (CGH Array)
La CGH-Array (aCGH) è una tecnologia in grado di evidenziare delezioni e/o amplificazioni
analizzando l’intero genoma in un unico esperimento di ibridazione. Per tale motivo rappresenta l’approccio
di elezione nella diagnosi di laboratorio di malattie dovute a sbilanci cromosomici non rilevabili al
microscopio ottico neppure con bandeggi ad alta risoluzione (400-550 bp).
. Per la corretta interpretazione del risultato derivante dall’indagine in aCGH è spesso necessario
esaminare insieme al paziente anche il DNA dei genitori.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
La tecnica si basa sull’ibridazione competitiva tra due DNA genomici (test e controllo)
differenzialmente marcati e coibridati su un array di oligonucleotidi. Il potere di risoluzione della tecnica può
variare a seconda della piattaforma utilizzata. Attualmente per scopi diagnostici vengono impiegati array con
risoluzione media tra 100 e 150 kb. La metodica consente di evidenziare aneuploidie, delezioni e duplicazioni ma
non è in grado di evidenziare riarrangiamenti cromosomici bilanciati, mutazioni puntiformi, bassi mosaicismi o
sbilanciamenti relativi a regioni cromosomiche non rappresentate sulla piattaforma.
Il test genetico prevede:
Ricerca di delezioni e amplificazioni criptiche.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Estrazione del DNA
Marcatura con fluorocromi e successiva purificazione
Ibridazione sulla piattaforma Array
Lavaggi post-ibridazione
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Scansione dell’Array
Analisi e interpretazione dei dati.
L’analisi si effettua su:
L’indagine postnatale viene eseguita su DNA estratto da linfociti (prelievo di sangue periferico in
2 provette Vacutainer da 6 ml con EDTA).
L’indagine prenatale viene eseguita su DNA estratto da prelievo di villo coriale o di liquido
amniotico.
Campioni necessari all’analisi:
Indagine postnatale:
Prelievo di sangue periferico del paziente e dei genitori.
Prelievo di sangue periferico in siringa eparinata del paziente.
Indagine prenatale:
Prelievo di villo coriale o liquido amniotico.
Prelievo di sangue periferico dei genitori.
Indicazione all’analisi:
Ritardo mentale isolato e sindromico
Fenotipo clinico suggestivo di anomalia cromosomica in presenza di cariotipo normale.
Gravidanze selezionate con anomalie fetali eco evidenziate, riarrangiamenti cromosomici anche se
apparentemente bilanciati, marker soprannumerari.
Tempi di risposta:
Indagine postnatale: 60 giorni
Indagine prenatale: 15 giorni
10.1.53
Test prenatali non invasivi su dna libero circolante da plasma materno
Determinazione non invasiva del rischio di aneuploidie fetali, dei cromosomi 13, 18 e
21 (NIPT)
Il test di screening per la “Determinazione non invasiva del rischio di aneuplodie fetali dei cromosomi
13, 18 e 21 (NIPT)” può essere eseguito in aggiunta al test combinato a partire dalla 10+4 settimana di
gestazione.
Questo test:
E’ un test di screening e non un test diagnostico e non può sostituire il test combinato
Non valuta la presenza/assenza di una condizione genetica, ma fornisce una valutazione del
RISCHIO per le aneuploidie oggetto dell’indagine
L’accesso al test NIPT deve essere preceduto da una consulenza genetica pre-test
NON viene eseguito in caso di gravidanze gemellari o iniziate come tali
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NON viene eseguito in caso di tumore pregresso
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
Il test si esegue a partire da un prelievo di sangue della gestante. Dal prelievo di sangue viene
separato il plasma e da questo viene isolato il DNA totale libero circolante, costituito da DNA di origine
materna, che ne rappresenta mediamente il 90%, e da una piccola percentuale di DNA di origine fetale
(frazione fetale). Vengono successivamente applicate tecniche molecolari che permettono il sequenziamento
del genoma e metodi di calcolo per stimare il numero di sequenze derivanti dai cromosomi di interesse. Il
numero di sequenze ottenute viene paragonato ai dati ottenuti da una serie di gravidanze di controllo. Se il
numero di sequenze per un determinato cromosoma è maggiore rispetto all’atteso, il risultato del test è
indicativo di un rischio aumentato di trisomia.
Il test genetico prevede:
determinazione non invasiva del rischio di aneuploidie fetali dei cromosomi 13, 18 e 21
L’analisi si effettua su:
un prelievo di sangue della gestante dal quale viene separato il plasma. Il DNA totale libero circolante viene
isolato dal plasma.
Campioni necessari all’analisi:
Prelievo di sangue della gestante (3 provette da emocromo con EDTA, per un totale di almeno 15-18 ml di
sangue)
Indicazione all’analisi:
possono accedere al test le donne in gravidanza a partire dalla 10+4 settimana di gestazione
Limiti del test:
Dati di letteratura indicano che il test ha un tasso di fallimenti (assenza di risultato/risultato non conclusivo e
mancata risposta) del 4%. Tale percentuale scende al 2% se viene ripetuto un prelievo a distanza di una o
due settimane dal primo. Il tasso di fallimento è legato ai limiti della metodica utilizzata e alla percentuale di
DNA fetale nel campione in esame. La frazione fetale nel plasma materno aumenta in relazione all’epoca
gestazionale e può essere influenzata da una serie di fattori individuali (ad esempio: in caso di indice di
massa corporea elevato la frazione fetale diminuisce).
Se la frazione fetale è inferiore al 3% il risultato del test non è attendibile e sarà necessario ripetere il test su
un nuovo prelievo. Il DNA isolato dal prelievo di sangue materno viene completamente utilizzato per
eseguire il test, pertanto non è disponibile materiale per la conservazione o l’esecuzione di ulteriori indagini.
Tempi di risposta: 2 settimane
Determinazione non invasiva del sesso genetico fetale in gravidanze a rischio per
malattie genetiche x-linked e per disordini del differenziamento sessuale
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Il test permette di identificare il sesso genetico fetale a partire dalla decima settimana di gestazione.
L’indagine viene eseguita a partire da un prelievo di sangue della gestante. La consulenza genetica è parte
integrante del test e deve essere sempre eseguita. Il test può essere eseguito a partire dalla decima
settimana di gravidanza. È necessario eseguire una ecografia prima del test sia per determinare con
precisione l’epoca gestazionale sia per escludere gravidanze gemellari o iniziate come gemellari. È sempre
necessaria la conferma del sesso fetale mediante ecografia da eseguire alla 16esima settimana di
gestazione.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
L’indagine viene eseguita sul DNA libero circolante nel plasma materno isolato da un campione di
sangue materno. Nel prelievo di sangue periferico di una donna in gravidanza è presente infatti una piccola
percentuale di DNA di origine fetale (frazione fetale), che si trova insieme a quello della madre. L’indagine
consiste nell’identificare alcune sequenze caratteristiche del cromosoma Y mediante tecniche molecolari
(PCR quantitativa real-time e digital PCR). La presenza di queste sequenze è indicativa di sesso genetico
maschile; l’assenza di queste sequenze è indicativa sesso genetico femminile. Il DNA isolato dal prelievo di
sangue materno viene completamente utilizzato per eseguire il test, pertanto non è disponibile materiale per
la conservazione o l’esecuzione di ulteriori indagini.
Il test genetico prevede:
determinazione non invasiva del sesso genetico fetale
L’analisi si effettua su:
un prelievo di sangue della gestante dal quale viene separato il plasma. Il DNA totale libero circolante
viene isolato dal plasma.
Campioni necessari all’analisi:
Prelievo di sangue della gestante (3 provette da emocromo con EDTA, per un totale di almeno 15-18
ml di sangue)
Indicazione all’analisi:
Gravidanze a rischio per malattie genetiche legate al cromosoma X
In questi casi la determinazione precoce del sesso fetale consente di evitare il ricorso alla diagnosi
prenatale invasiva se il feto è femmina. In caso di feto maschio, per stabilire se il feto abbia ereditato la
variante causa di malattia, occorre eseguire la diagnosi prenatale invasiva,
Gravidanze a rischio per disordini della differenziazione sessuale
In questi casi il dato è vantaggioso per trattamenti farmacologici precoci e per la diagnosi differenziale.
Limiti del test:
non vi è alcun rischio per il feto e la madre. Il test non può essere eseguito nei casi di gravidanze
gemellari. Il tasso di fallimento del test è di circa lo 0.5% ed è legato ai limiti della metodica utilizzata e alla
percentuale di frazione fetale. La frazione fetale nel plasma materno aumenta in relazione all’epoca
gestazionale e può essere influenzata da una serie di fattori individuali (ad esempio: in caso di indice di
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massa corporea elevato la frazione fetale diminuisce). Se la frazione fetale è inferiore al 3% il risultato del
test non è attendibile e sarà necessario ripetere il test su un nuovo prelievo.
Tempi di risposta: 7 giorni.
11 GENETICA FORENSE
Ogni individuo presenta nel proprio DNA uno specifico codice che definisce la sua impronta
genetica. Infatti, ad eccezione dei gemelli monozigoti, che risultano perfettamente uguali, il profilo
genetico di ogni individuo è praticamente unico, come le impronte digitali. Questa caratteristica è alla
base della metodologia utilizzata per determinare se due persone sono correlate geneticamente.
11.1.1 Test di paternità
Il test di paternità si basa sul principio che ogni individuo eredità il proprio patrimonio genetico
dai genitori, il 50% dal padre ed il 50% dalla madre, e consiste nel confrontare le caratteristiche
genetiche del figlio oggetto di indagine di paternità con quelle del presunto padre e della madre.
Il padre presunto, per essere considerato padre biologico, dovrà possedere metà del profilo genetico
presente nel figlio/a. La paternità viene ESCLUSA nel caso in cui le caratteristiche genetiche del
padre putativo discordino con quelle del figlio oggetto di indagine. La paternità viene, invece,
ATTRIBUITA qualora le caratteristiche genetiche del padre e del figlio concordino.
Il test di paternità si basa sul confronto tra i profili genetici del figlio e quello dei due genitori tale
esame prevede lo studio di tre campioni contemporaneamente, appartenenti a madre, figlio e
presunto padre. L’esame può essere eseguito anche in assenza della madre e il confronto verrà fatto
tra figlio e presunto padre.
Documentazione richiesta:
1. Documento di riconoscimento valido
2. In caso di minorenne privo ancora di documento di riconoscimento valido: tessera sanitaria o
estratto o certificato di nascita in cui risulti lo stato di famiglia più una fotografia.
Il test genetico prevede:
lo studio di almeno15 loci più l’amelogenina per definire il profilo genetico dei soggetti in esame.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
utilizzo di kit commerciali riconosciuti dalla comunità dei genetisti forensi a livello internazionale.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da tampone buccale
A seconda del caso può essere preso in considerazione DNA estratto da altri tessuti biologici
(accordi con il laboratorio)
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Tempi di risposta:
30 giorni
11.1.2 Test di parentela
Il test di parentela è una indagine simile al test di paternità volto a identificare differenti relazioni
familiari. Viene richiesto per confermare la relazione biologica tra due o più persone e può essere applicato a
diverse tipologie di parenti: per confermare se due o più persone sono fratelli o sorelle tra di loro,
un’eventuale relazione biologica tra un individuo e i suoi presunti nonni, oppure può essere impiegato per
valutare la probabilità che una persona sia lo zio o la zia di un altro individuo.
Documentazione richiesta:
Documento di riconoscimento valido
Il test genetico prevede:
lo studio di almeno 15 loci più l’amelogenina per definire il profilo genetico dei soggetti in esame.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
utilizzo di kit commerciali riconosciuti a livello internazionale dalla comunità dei genetisti forensi.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da tampone buccale
A seconda del caso può essere preso in considerazione DNA estratto da altri tessuti biologici
(accordi con il laboratorio)
Tempi di risposta:
30 giorni
11.1.3 test di identità personale
Il test di identità personale si esegue su richiesta del soggetto che abbia bisogno di un profilo genetico
personale, in caso ricongiungimento familiare e in tutti quei casi in cui è richiesto il riconoscimento di
appartenenza di un campione biologico sconosciuto rispetto ad un soggetto individuato come possibile
proprietario.
Documentazione richiesta:
Documento di riconoscimento valido se maggiorenne;
Tessera sanitaria e fotografia se minorenne.
Estratto o certificato di nascita in cui risulti lo stato di famiglia se minorenne.
Il test genetico prevede:
studio di almeno 15 loci più l’amelogenina per definire il profilo genetico del soggetto in esame.
L’ analisi molecolare si basa sui seguenti metodi:
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utilizzo di kit commerciali riconosciuti dalla comunità dei genetisti forensi a livello internazionale.
L’analisi si effettua su:
DNA estratto da linfociti di sangue periferico (1 provette da 6 ml di sangue intero in provetta
Vacutainer con EDTA)
DNA estratto da tampone buccale
DNA estratto da liquido seminale
DNA estratto da osso
DNA estratto da dente
Tempi di risposta:
30 giorni
Modalità di trasporto per campioni di biologia molecolare per forense
Condizioni e modalità di trasporto del campione: temperatura ambiente; per tempi superiori alle 24 ore
a –20° C; i campioni devono essere trasportati in contenitori adatti a conservarne la temperatura di trasporto
indicata.
12 BIOBANCA GENETICA
La SOD Diagnostica Genetica ha al suo interno una Biobanca Genetica chiamata “Biogene”.
Possiamo definire una biobanca come una unità di servizio, senza scopo di lucro diretto, finalizzata alla
raccolta e alla conservazione di biomateriale umano, associato a dati clinici, utilizzabile per ricerca e
diagnosi biomolecolare. La peculiarità della biobanca richiede che i campioni siano:
a) raccolti, conservati ed utilizzati secondo opportuni criteri di bioetica e biodiritto;
b) prelevati e conservati secondo procedure che garantiscano la migliore qualità del biomateriale;
c) che esistano opportune procedure atte a tutelare i diritti e la privacy dei donatori;
d) che possano essere associati ulteriori risultati ai campioni raccolti.
Per poter eseguire ricerche in ambito medico è indispensabile avere a disposizione i materiali biologici
dei pazienti affetti dalle varie malattie. Solo così sarà possibile capire quali sono i meccanismi molecolari e
genetici che determinano la loro insorgenza. Lo scopo della Biobanca Biogene è quello di raccogliere e
conservare varie tipologie di campioni non utilizzati per la diagnosi, per poterli utilizzare a scopo di ricerca
medico-scientifica. Tale Biobanca conserva anche i campioni in corso di diagnosi per mantenerne al meglio
la qualità.
Ai potenziali pazienti/donatori di campioni biologici viene presentato un modulo di “Consenso
informato” alla donazione dei campioni dove esprimere la propria volontà di donare i campioni stessi. La
formulazione di tale volontà viene effettuata esprimendo una serie di esplicite autorizzazioni/restrizioni
all’uso dei campioni. Oltre alla volontà di donare i campioni il paziente/donatore può esprimere una serie di
indicazioni specifiche: decidere come tali campioni ed i dati relativi dovranno essere trattati, come e se
venire informato delle eventuali scoperte fatte sul proprio campione, etc. Il “Consenso Informato” è stato
redatto seguendo le procedure dell’Azienda Ospedaliero Universitaria Careggi in modo da garantire il
rispetto delle norme di legge ed il rispetto di considerazioni di tipo etico.
I dati derivanti dai campioni sono trattati secondo quanto previsto dal Codice della Privacy nonché
dall’Autorizzazione al trattamento dei dati genetici emanata dal Garante per la protezione dei dati personali.
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In particolare i dati ed i relativi campioni sono trattati solo da personale autorizzato dal Responsabile della
Biobanca e l’accesso ai sistemi informatici ed ai locali ove essi sono custoditi è controllato mediante
opportune misure di sicurezza. Per accedere al Servizio della Biobanca Biogene attualmente è necessario
contattare il direttore della SOD Diagnostica Genetica per prendere gli opportuni accordi.
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