IDEIA PCE Chlamydia
K603211-2 �����������������������������������192 Tests
IT
1.
DESTINAZIONE D’USO
IDEIA™ PCE Chlamydia è un test immunoenzimatico che utilizza
la doppia amplificazione per identificare l’antigene di Chlamydia
nei tamponi uretrali ed endocervicali e nelle urine di pazienti di
sesso maschile.
2.
CENNI PRELIMINARI
Il gene Chlamydiae è composto da tre specie diverse che
provocano infezioni negli esseri umani: Chlamydia trachomatis,
Chlamydia psittaci e Chlamydia pneumoniae (TWAR). Questi
organismi sono batteri parassiti dalle caratteristiche antigeniche
strettamente correlate ad altri batteri gram-negativi.
La duplicazione della Chlamydia è complessa perché caratterizzata
da due elementi distinti: il corpo elementare infettivo (EB) e il
corpo reticolare riproduttivo. L’infezione inizia dopo l’adesione
e l’ingresso di un EB in una cellula ospite tramite pinocitosi.
All’interno del vacuolo (inclusione) formato dalla cellula ospite,
il corpo elementare si ingrossa e si trasforma in corpo reticolare.
Qualche ora dopo l’infezione, i corpi reticolari cominciano a
riprodursi rapidamente mediante scissione binaria, che utilizza
l’energia della cellula ospite. Entro 24-72 ore, all’interno
dell’inclusione, i corpi reticolari iniziano a trasformarsi in corpi
elementari. Il ciclo riproduttivo, che dura circa 48-72 ore, termina
quando l’inclusione in espansione provoca la rottura della
cellula, da cui possono fuoriuscire circa 104 corpi elementari per
continuare il processo infettivo.
La Chlamydia trachomatis è uno degli agenti patogeni più
diffusi al mondo, che provoca diverse tipologie di infezione
negli esseri umani. Pur essendo la causa più comune di malattie
a trasmissione sessuale1,2, un numero considerevole di casi è
asintomatico. Le complicanze correlate alle infezioni dell’apparato
riproduttivo provocate dalla C. trachomatis sono: infiammazioni
pelviche, gravidanze extrauterine e sterilità femminile ed
epididimite maschile. La C. trachomatis è anche causa di
congiuntivite follicolare acuta o sub-acuta, che può sfociare in
cheratite puntata, formazione di cicatrici e tracoma. Spesso questi
sintomi si manifestano nei pazienti affetti da infezioni genitali
non diagnosticate1,3. La Chlamydia trachomatis ophthalmia
neonatorum è una complicanza che si osserva nei neonati di
madri portatrici dell’infezione.
Le colture cellulari sono costose e prevedono l’impiego di
speciali apparecchiature di laboratorio. Anche i metodi che
rilevano la presenza degli acidi nucleici possono essere eseguiti
solo in laboratori dotati di apparecchiature speciali onde evitare
problemi di specificità. L’identificazione diretta mediante
immunofluorescenza è molto laboriosa qualora venga utilizzata
per la diagnosi di routine di un numero considerevole di campioni.
Il test immunoenzimatico amplificato che identifica gli antigeni
(ad es. IDEIA PCE Chlamydia) rappresenta un metodo efficace,
mirato ed economico ai fini della diagnosi di routine delle infezioni
da Chlamydia6,7,8. IDEIA PCE Chlamydia utilizza l’amplificazione
durante le fasi di marcatura e generazione del segnale in un test
immunoenzimatico. La fase solida viene rivestita con un anticorpo
monoclonale dalla specificità nota prodotto espressamente per
la Chlamydia.
L’amplificazione durante la fase di marcatura si ottiene mediante
la coniugazione di polimeri, che provoca l’adesione ai singoli siti di
legame di un complesso polimerico dall’alto rapporto di molecole
enzimatiche*. L’ulteriore amplificazione viene effettuata durante
la fase di generazione del segnale mediante l’utilizzo di una
formulazione pronta per l’uso della tecnologia di amplificazione
enzimatica brevettata della Oxoid4. La presenza dell’antigene di
Chlamydia nei campioni biologici è indicata da un punto finale
colorato.
* Brevetto USA n. 5.543.332
3.
PRINCIPIO DEL TEST
Il test IDEIA PCE Chlamydia utilizza un anticorpo monoclonale
prodotto espressamente per il gene di Chlamydia, un coniugato
di polimeri dall’alto rapporto enzima - anticorpo9 e un sistema di
amplificazione enzimatico liquido pronto per l’uso4. L’antigene
di Chlamydia, presente nei tamponi uretrali ed endocervicali
e nei camponi di urina (di pazienti maschi), si lega all’anticorpo
monoclonale adsorbito alla superficie della fase solida. L’anticorpo
monoclonale del coniugato si lega all’antigene di Chlamydia
acquisito sulla fase solida al fine di colllegare il complesso
polimerico del coniugato che trasporta le molecole enzimatiche.
Il lavaggio elimina i complessi liberi del coniugato. Le molecole
enzimatiche legate trasformano successivamente il substrato in
un prodotto incolore che catalizza la reazione di amplificazione
secondaria del segnale dell’enzima per creare un punto finale
colorato.
Schema illustrativo del principio del test IDEIA PCE Chlamydia
La Chlamydia pneumoniae e la Chlamydia psittaci provocano
invece una serie di infezioni dell’apparato respiratorio che
possono sfociare in polmonite.
Fra le metodologie diagnostiche atte ad identificare la Chlamydia
si annovera la tradizionale coltura cellulare, che si affida alla
presenza di corpi elementari nei campioni biologici. I corpi
elementari si riproducono nella coltura cellulare e le inclusioni
formatesi vengono identificate al microscopio mediante
colorazione tradizionale o immunofluorescenza. L’infezione
da Chlamydia viene generalmente diagnosticata con l’ausilio
di anticorpi monoclonali immunofluorescenti che rivelano la
presenza dei corpi elementari della Chlamydia (ad es. IMAGEN™
Chlamydia) o con test immunoenzimatici4 che rilevano la presenza
dell’antigene di Chlamydia. Fra le altre metodologie diagnostiche
si annovera la reazione a catena della polimerasi, che rileva la
presenza degli acidi nucleici della Chlamydia5.
CONTRIBUTI
L’anticorpo monoclonale è stato prodotto nel Department of
Pathology, Cambridge University, Cambridge, Regno Unito e
nella Division of Sexually Transmitted Diseases, Clinical Research
Centre, Harrow, Middlesex, Regno Unito.
4.
DEFINIZIONI
I seguenti simboli sono stati utilizzati nelle informazioni del
prodotto:
Numero di catalogo
Consultare le istruzioni per l’uso
N
Contenuto sufficiente per <N> saggi
5.2.
PREPARAZIONE, CONSERVAZIONE E RIUTILIZZO DEI
COMPONENTI DEL KIT
Il kit IDEIA PCE Chlamydia consente di analizzare fino a 12 serie di
campioni. Per garantire il risultato ottimale del test, è importante
che i reagenti inutilizzati vengano conservati osservando le
seguenti istruzioni:
5.2.1
Micropozzetti rivestiti con anticorpo monoclonale -
Fabbricante
Dispositivo medico-diagnostico in vitro
Utilizzare entro
Codice del lotto
Limiti di temperatura
5.
REAGENTI IN DOTAZIONE
192 – Ogni kit contiene materiali sufficienti per 192 test.
- La stabilità del kit è indicata sull’etichetta all’esterno della
confezione.
5.1.
CONTENUTO DEL TEST IDEIA PCE CHLAMYDIA
Un libretto di istruzioni per l’uso
Due piastre per titolazione composte da 12
strisce staccabili da 8 micropozzetti ciascuna
ricoperta con anticorpo monoclonale
prodotto espressamente per l’antigene
di Chlamydia (anti-lipolisaccaride). La
confezione contiene anche una bustina di
plastica risigillabile destinata allo stoccaggio
dei micropozzetti
Un flacone di ciascuno dei seguenti componenti (salvo diverse
indicazioni):
25mL di terreno di trasporto concentrato
(x10): detergente non-ionico in tampone
contenente un colorante, un microbicida e
un agente antischiuma.
7mL di controllo positivo: antigene di
Chlamydia ad inattivazione termica in
soluzione tampone contenente formalina,
microbicida e colorante.
12mL di controllo negativo: soluzione
tampone contenente microbicida, colorante
e agente antischiuma.
2 x 7mL di coniugato di polimero: Anticorpo
monoclonale
prodotto
espressamente
per l’antigene di Chlamydia (antilipopolisaccaride) coniugato con la struttura
del polimero di destrano collegata alle
molecole della fosfatasi alcalina in un
tampone stabilizzante contenente colorante
e microbicida.
2 x 125mL di tampone di lavaggio concentrato
(x10): soluzione a tampone tris contenente
detergente e microbicida.
2 x 13mL di amplificatore A: sali inorganici e
soluzione enzimatica a tampone contenente
tetrazolio violetto e microbicida
2 x 13mL di amplificatore B: soluzione
NADPH stabilizzata
2 x 13mL di soluzione bloccante: 1 mol/L di
acido fosforico.
Aprire la taschina della micropiastra tagliandola lungo la chiusura
sigillata. Estrarre il numero desiderato di micropozzetti e sistemarli
nel supporto. Riporre i micropozzetti inutilizzati nella taschina
della micropiastra inserendovi i sali igroscopici in dotazione,
introdurre la taschina nel sacchetto di plastica, risigillarla con cura
e conservarla a 2-8°C. I micropozzetti possono essere utilizzati per
un massimo di 6 settimane dopo la prima apertura se conservati
come suindicato
5.2.2 Terreno di trasporto concentrato È importante miscelare bene il terreno di trasporto concentrato
prima di diluirlo per ottenere la concentrazione di utilizzo.
L’agente antischiuma presente nel terreno di trasporto
intorbidisce il terreno di trasporto concentrato e diluito ma non
influisce negativamente sull’esito del test e non è dovuto alla
contaminazione microbica.
Diluire il terreno di trasporto miscelando 1 parte di terreno
di trasporto concentrato a 9 parti d’acqua deionizzata o
distillata. Dispensare aliquote da 1mL di terreno di trasporto
alla concentrazione di utilizzo in fiale pulite e termoresistenti
(a 100°C) dotate di cappuccio avvitabile. Le fiale contenenti il
terreno di trasporto alla concentrazione richiesta possono essere
utilizzate per il prelievo dei campioni per un massimo di 12 mesi
se conservate a temperatura ambiente (15-30°C).
5.2.3 Controllo positivo Pronto per l’uso. Non riscaldare. Conservare il controllo positivo
inutilizzato a 2-8°C.
5.2.4 Controllo negativo Pronto per l’uso. Non riscaldare. Conservare il controllo negativo
inutilizzato a 2-8°C.
5.2.5 Coniugato Pronto per l’uso. Conservare il coniugato inutilizzato a 2-8°C.
5.2.6 Tampone di lavaggio concentrato Fornito come concentrato x10. Diluire il terreno di trasporto
miscelando 1 parte di tampone di lavaggio concentrato a 9
parti d’acqua deionizzata o distillata. Il concentrato fornito è
sufficiente per preparare fino a 100mL di tampone di lavaggio
alla concentrazione di utilizzo per ogni striscia di 8 micropozzetti.
Preparare il tampone di lavaggio alla concentrazione richiesta il
giorno di utilizzo (Vedere la sezione 8.2.12).
Conservare il concentrato rimanente a 2-8°C.
Non riutilizzare il tampone di lavaggio alla concentrazione di
utilizzo avanzato (Sezione 8.2.12).
5.2.7 Amplificatore A Pronto per l’uso. Conservare l’amplificatore A avanzato a 2-8°C.
5.2.8 Amplificatore B Pronto per l’uso. Conservare l’amplificatore B avanzato a 2-8°C.
5.2.9 Soluzione bloccante Pronto per l’uso. Conservare la soluzione bloccante avanzata a
2-8°C.
6.
REAGENTI SUPPLEMENTARI
6.1. REAGENTI
Acqua deionizzata o distillata destinata alla preparazione del
terreno di trasporto alla concentrazione di utilizzo e del tampone
di lavaggio.
6.2. ACCESSORI
I seguenti prodotti sono gli accessori da utilizzare con il prodotto
IDEIA PCE Chlamydia. Per ulteriori ragguagli, rivolgersi alla sede o
al rivenditore Oxoid di fiducia.
- S600730I kit per il prelievo di campioni IDEIA Chlamydia(
2) sono destinati al prelievo di campioni uretrali ed endocervicali
da analizzare con il test IDEIA PCE Chlamydia.
La performance del kit può essere compromessa dall’utilizzo di kit
o tamponi diversi da quelli indicati.
25mL di terreno di trasporto IDEIA PCE Chlamydia (
S603830-2).
125mL di tampone di lavaggio concentrato HSV/IDEIA PCE
S603930-2).
Chlamydia (X10) (
Reagenti bloccanti IDEIA PCE Chlamydia (
S604130-2).
7.
ATTREZZATURA
Occorrente per l’esecuzione del test:
Fiale pulite e termoresistenti (a 100°C) con cappuccio avvitabile
Agitatore Vortex
8.1. NORME DI SICUREZZA
8.1.1
I seguenti reagenti contengono l’azide sodica (<0,1%),
una sostanza velenosa: coniugato, tampone di lavaggio
concentrato, controllo positivo, controllo negativo e
reagente amplificatore A. L’azide sodica può reagire
con le tubature in rame e in piombo formando azidi
metalliche esplosive. Smaltire sempre i materiali
contenenti azidi sciacquando a fondo con acqua
corrente.
8.1.2
La soluzione bloccante contiene 9,8% di acido fosforico.
Indossare e occhialini e indumenti di protezione onde
evitare il contatto con gli occhi e con la cute.
8.1.3
Il controllo positivo contiene antigene di Chlamydia
inattivato, che non si è rivelato infettivo. Il controllo
deve però essere maneggiato e smaltito come
potenzialmente infetto.
8.1.4
Il controllo positivo contiene formalina (0,1% v/v).
L’eventuale contatto di questo reagente con la cute o le
membrane mucose prevede l’immediato lavaggio con
acqua corrente.
8.1.5
Il Terreno di trasporto concentrato contengono Proclin
300 allo 0,75% che è classificata dalle Direttive della
Comunità Economica Europea (CEE) in applicazione come
irritante (Xi). Di seguito sono riportate le frasi di Rischio
(R) e di Sicurezza (S) appropriate.
Bagnomaria o blocco riscaldante termoresistente a 95 -100°C
Xi
Carta assorbente pulita (per asciugare i micropozzetti)
Pipette di precisione e punte monouso per erogare 50μL - 1.000μL
o pipette Pasteur graduate per dispensare 200μL di campione
(facoltative)
Recipiente per lo smaltimento di materiali usati e disinfettante
idoneo
Centrifuga da banco idonea per 2.500 – 3.500g (prevista solo per
i campioni di urina)
Provette per centrifuga o recipienti universali (previsti solo per i
campioni di urina)
Agitatore per piastre di titolazione dalla velocità minima di 500
giri/min con diametro orbitale di 1-3mm. Per informazioni sugli
agitatori per piastre di titolazione idonei, contattare la sede o il
rivenditore Oxoid di fiducia.
Lavatore di micropiastre (facoltativo) o attrezzatura idonea al
lavaggio di strisce da 8 micropozzetti (Sezione 10.4.4).
8.1.6
8.1.7
8.1.8
8.1.9
8.2.
8.2.1
Nota: Quando si desidera lavare una striscia contenente
meno di 8 micropozzetti con un lavatore di micropiastre
munito di coperchio a 8 micropozzetti, è importante riempire
completamente la striscia con micropozzetti vuoti.
8.2.2
Spettrofotometro o lettore per micropiastre in grado di leggere
una micropiastra da 96 micropozzetti con strisce di 8 micropozzetti
ciascuna ad un’assorbanza di 490nm con riferimento a 620–
650nm. (Facoltativo, vedere sezione 10.5: Interpretazione dei
risultati del test).
8.2.3
Sono disponibili istruzioni per l’uso di sistemi automatici aperti
utilizzabili con questo test. Per ulteriori ragguagli, rivolgersi alla
sede o al rivenditore Oxoid di fiducia.
8.2.6
PRECAUZIoni
- Per uso diagnostico in vitro. Affidare l’esecuzione dei
test con questo prodotto a personale di laboratorio esperto e
competente.
8.2.4
8.2.5
8.
8.2.7
R43
Può provocare sensibilizzazione per
contatto con la pelle.
S24/25 Evitare il contatto con gli occhi e con la
pelle.
Non mangiare, bere, fumare, conservare, preparare cibi
o usare cosmetici nell’area destinata all’esecuzione del
test.
Non pipettare i materiali con la bocca.
Durante la manipolazione dei campioni, si consiglia di
utilizzare guanti monouso e di lavare sempre le mani
dopo aver utilizzato materiale potenzialmente infetto.
Smaltire tutti i campioni biologici in conformità alle
normative locali vigenti.
PRECAUZIONI TECNICHE
I componenti non devono essere utilizzati dopo la data
di scadenza indicata sulle etichette. Non mischiare o
scambiare tra loro reagenti provenienti da lotti differenti.
I reagenti vengono forniti a concentrazioni di utilizzo
fisse. L’eventuale alterazione dei reagenti o la
conservazione non conforme alle istruzioni riportate
nella sezione 5.2 può compromettere i risultati del test.
I controlli positivo e negativo sono pronti per l’uso e
non devono essere bolliti.
Evitare la contaminazione dei reagenti.
Il test deve essere eseguito utilizzando pipette e non
boccette contagocce.
Non utilizzare i reagenti di amplificazione per più di un
campione per volta. Trasferire la quantità prevista in
un recipiente idoneo pulito. Non rimettere il reagente
avanzato nella boccetta.
Utilizzare pipette monouso o punte diverse per ogni
campione, controllo o reagente onde evitare la cross
contaminazione dei campioni, dei controlli e dei reagenti
e la conseguente possibilità di ottenere risultati errati.
8.2.8
Conservare l’acqua deionizzata o distillata destinata alla
diluizione dei reagenti concentrati in recipienti puliti
onde evitarne la contaminazione microbica.
8.2.9
Evitare la cross-contaminazione dei micropozzetti in
tutte le fasi del test. È tassativo evitare che il coniugato di
polimero venga a contatto con i reagenti o l’attrezzatura.
Ricorrere all’impiego di una pipetta per dispensare
il coniugato e di un’altra per dispensare i reagenti
amplificatori. Evitare di toccare o sporcare il bordo del
micropozzetto con il coniugato. L’eventuale essiccazione
del coniugato sul bordo del micropozzetto pregiudica il
risultato del test.
8.2.10 Non è stata convalidata l’esecuzione del test su
campioni contaminati con materiale fecale nel kit IDEIA
PCE Chlamydia.
8.2.11 Non riutilizzare i micropozzetti.
8.2.12 Non riutilizzare il tampone di lavaggio alla
concentrazione di utilizzo avanzato. Dopo l’uso, lavare
i recipienti destinati al tampone di lavaggio con acqua
deionizzata o distillata e lasciarli asciugare.
8.2.13 L’amplificazione enzimatica è un sistema di
individuazione delle molecole della fosfatasi alcalina
particolarmente efficace. È indispensabile eliminare
tutto il coniugato non legato lavando i micropozzetti
prima di aggiungere i reagenti di amplificazione.
Lavare a fondo i micropozzetti osservando le istruzioni
riportate nella sezione 10.4.4. Il lavaggio inadeguato dei
micropozzetti può provocare risultati errati.
8.2.14 L’apparecchiatura di lavaggio manuale o automatic a non
deve presentare contaminazione microbica, deve essere
tarata con precisione e sottoposta alla manutenzione in
osservanza alle istruzioni del fabbricante.
8.2.15 Non utilizzare la soluzione salina a tampone fosfato (PBS)
e altre soluzioni di lavaggio contenenti fosfato onde
evitare l’inibizione dell’enzima, che può compromettere
il risultato del test. Sciacquare a fondo l’attrezzatura di
lavaggio utilizzata con le soluzioni di lavaggio a base
di fosfato con acqua deionizzata o distillata prima
di utilizzare il tampone di lavaggio HSV per kit IDEIA
PCE Chlamydia alla concentrazione di utilizzo (x10)
S603930-2).
(
9.
PRELIEVO E PREPARAZIONE DEI CAMPIONI
Il kit IDEIA PCE Chlamydia può essere utilizzato per le seguenti
tipologie di campioni:
Campioni prelevati mediante tampone a secco (Sezione 10.2.1)
Campioni prelevati nel terreno di trasporto alla concentrazione
di utilizzo IDEIA PCE Chlamydia (Sezione 10.2.2).
9.1. PREPARAZIONE DEL TERRENO DI TRASPORTO
Prima di procedere al prelievo del campione, diluire, dispensare
e conservare il terreno di trasporto concentrato osservando le
istruzioni riportate nella Sezione 5.2.2.
Nota: È importante miscelare bene il terreno di trasporto
concentrato con agitatore Vortex o a mano prima di
dispensarlo od utilizzarlo. Il terreno di trasporto contiene un
agente antischiuma che ne provoca l’aspetto torbido. Questa
caratteristica non pregiudica il risultato del test e non è dovuta
alla contaminazione microbica del terreno di trasporto.
9.2. PRELIEVO DEI CAMPIONI
Le Chlamydiae sono organismi intracellulari che infettano le
superfici epiteliali colonnari1 dell’uretra e dell’endocervice
umane. I campioni prelevati da questi organi devono contenere il
maggior numero possibile di cellule epitelilali colonnari.
I campioni secchi possono essere trasportati per un massimo di
72 ore a temperatura ambiente (15-30°C) prima di aggiungere
il terreno di trasporto alla concentrazione di utilizzo. Dopo
l’aggiunta del terreno di trasporto, conservare i campioni a 2-8°C
per altri 5 giorni prima di eseguire il test.
Il kit per il prelievo dei campioni IDEIA Chlamydia
S600730-2) è destinato al prelievo con tampone ad umido
(
di campioni uretrali ed endocervicali da analizzare con il test
IDEIA PCE Chlamydia.
I campioni possono essere trasportati per un massimo di 48 ore a
temperatura ambiente (15-30°C), poi conservati per altri 5 giorni
a 2–8°C prima dell’esecuzione del test.
Prelievo di campioni uretrali
Inserire nell’uretra un tampone idoneo da 2-4cm. Ruotare più
volte il tampone ed estrarlo dall’uretra. Riporre il tampone nel
terreno di trasporto alla concentrazione di utilizzo di 1mL in una
fiala termoresistente (a 100°C) oppure inserire il tampone a secco
in apposita fiala. I campioni possono essere conservati a 2-8°C per
non più di 7 giorni prima dell’esecuzione del test.
Prelievo di campioni endocervicali
Prima del prelievo di campioni endocervicali, pulire l’os cervicale
con garza sterile per eliminare eventuali tracce di muco/sangue/
pus ecc. Effettuare il prelievo inserendo un tampone idoneo circa
1 cm nel canale cervicale e ruotare ripetutamente il tampone.
Estrarre il tampone senza toccare le pareti vaginali e inserirlo nel
terreno di trasporto alla concentrazione di utilizzo di 1 ml in una
fiala termoresistente o inserire il tampone a secco nell’apposita
fiala. I campioni possono essere conservati a 2-8°C per non più di
7 giorni prima dell’esecuzione del test.
Nota: Non utilizzare lubrificanti idrosolubili durante il prelievo di
tamponi endocervicali. Non sottoporre a test campioni rettali o
anorettali o campioni contaminati con materiale fecale.
Campioni di urina (di pazienti maschi)
Raccogliere in un recipiente sterile 20mL circa del primo getto
di urina. L’urina può essere conservata a 2-8°C per un massimo
di 3 giorni (o a -20°C per un massimo di 4 settimane) prima
dell’esecuzione del test. Prima di eseguire il test, centrifugare
l’urina a circa 2500g a 3000g per 15 minuti con centrifuga da
banco. Eliminare e gettare l’urina supernatante. Risospendere
il deposito in 1mL di terreno di trasporto alla concentrazione di
utilizzo in una fiala termoresistente (a 100°C). Il deposito di urina
nel terreno di trasporto può essere conservato a 2-8°C per non
più di 7 giorni prima dell’esecuzione del test. È stato appurato
che l’acido borico, utilizzato a concentrazione normale nell’urina
come agente batteriostatico, non pregiudica il risultato del test
IDEIA PCE Chlamydia.
Nota: I campioni uretrali e/o le urine maschili devono essere
raccolti da pazienti che non hanno urinato per almeno 1 ora.
Ai fini dell’individuazione ottimale dell’antigene di Chlamydia
nell’urina, si consiglia di utilizzare le prime urine del mattino.
10.
ESECUZIONE DEL TEST
PRIMA DI ESEGUIRE IL TEST, LEGGERE LE PRECAUZIONI TECNICHE
RIPORTATE NELLA SEZIONE 8.2.
10.1. PREPARAZIONE DEI CONTROLLI
Controllo negativo
Agitare il controllo negativo con agitatore Vortex per almeno
15 secondi. Aggiungere il reagente direttamente negli appositi
micropozzetti. Non riscaldare il controllo negativo.
Controllo positivo
Agitare il controllo positivo con agitatore Vortex per 1 minuto.
Aggiungere il reagente direttamente nell’apposito micropozzetto.
Non riscaldare il controllo positivo. Ove necessario, è possibile
sottoporre a test un controllo supplementare dal livello di
reattività inferiore per verificare la validità del kit.
10.2. TRATTAMENTO DEI CAMPIONI
10.2.1 Tamponi a secco
Aggiungere 1mL di terreno di trasporto alla concentrazione di
utilizzo al tampone a secco. Stringere il cappuccio ed agitare
nell’agitatore Vortex per 1 minuto. I campioni da non analizzare
subito possono essere conservati a 2-8°C per un massimo di 5
giorni.
10.2.2 Tamponi nel terreno di trasporto IDEIA PCE Chlamydia
I campioni ricevuti nel terreno di trasporto possono essere
conservati a 2-8°C per un massimo di 7 giorni dalla data del
prelievo.
10.2.3 Riscaldamento dei campioni
Riscaldare i campioni a 95-100°C per 15 minuti prima di eseguire
il test. Per ottenere risultati ottimali, utilizzare un bagnomaria
in ebollizione o un blocco riscaldante osservando le seguenti
istruzioni:
Bagnomaria in ebollizione
Miscelare tutti i campioni (ovvero il terreno di trasporto
contenente il tampone o il deposito di urina) per almeno 15
secondi con agitatore Vortex meccanico (per le istruzioni di
prelievo dei campioni, vedere la Sezione 9.2). Introdurre i campioni
nel bagnomaria in ebollizione per 15 minuti. Estrarre le fiale
dopo 15 minuti di bollitura e lasciare raffreddare a temperatura
ambiente (15-30°C). Miscelare i campioni in un agitatore Vortex
per 15 secondi appena prima dell’esecuzione del test.
Riscaldamento con blocco riscaldante
I bagni a secco o i blocchi riscaldanti devono essere preriscaldati fino
a quando il termometro a sonda metallica inserito direttamente
nella camera di riscaldamento registra costantemente il valore di
105°C. Questo intervento fa sì che la temperatura all’interno delle
fiale venga mantenuta a 95 -100°C. Miscelare tutti i campioni
(ovvero il terreno di trasporto contenente il tampone o il deposito
di urina) per almeno 15 secondi con agitatore Vortex meccanico
(per le istruzioni di prelievo dei campioni, vedere la Sezione 9.2).
Quando la temperatura del bagno a secco o del blocco riscaldante
si stabilizza su 105°C, riscaldare i campioni per 20 minuti. Dopo 20
minuti, estrarre le fiale dall’apparecchiatura riscaldante e lasciarle
raffreddare a temperatura ambiente (15- 30°C) prima di eseguire
il test. Miscelare i campioni in agitatore Vortex per 15 secondi
appena prima dell’esecuzione del test.
NON riscaldare i campioni a temperature più alte o per periodi
più lunghi di quelli indicati, onde evitare di pregiudicare la
performance del test.
10.3. STOCCAGGIO DEI CAMPIONI TRATTATI
Dopo il trattamento termico, i campioni possono essere
conservati a -20°C per un massimo di 4 settimane. I campioni
congelati devono essere scongelati a temperatura ambiente
(15-30°C) e successivamente agitati vigorosamente mediante
agitatore Vortex per almeno 1 minuto appena prima dell’analisi.
Non riscaldare di nuovo i campioni.
10.4. ESECUZIONE DEL TEST
NOTA: L’esecuzione del test prevede l’impiego di un agitatore
di micropiastre per titolazione. Per informazioni sugli agitatori
idonei, contattare la sede o il rivenditore Oxoid di fiducia.
Nel corso dell’intero test, è buona norma adottare gli stessi
metodi per introdurre i reagenti nei micropozzetti, ovvero
utilizzare punte di pipette o sonde automatiche. Per un esiguo
numero di test, l’impiego delle boccette, evitare di inserire
ripetutamente le punte delle pipette nei flaconi di reagente.
10.4.1 Aggiunta del campione e del controllo
Scegliere il numero di micropozzetti richiesti nel
portamicropozzetti. Introdurre 200μL di campioni riscaldati
nei micropozzetti prescelti. Introdurre 200μL di controllo
negativo e di controllo positivo in due micropozzetti diversi.
(Includere almeno tre micropozzetti contenente il controllo
negativo e un micropozzetto contenente il controllo positivo per
ogni serie di campioni).
10.4.2 Aggiunta del coniugato
Dopo aver introdotto tutti i campioni e i controlli, aggiungere 50μL
di coniugato in tutti i micropozzetti. Durante la dispensazione del
coniugato, non immergere la punta della pipetta nel contenuto
del pozzetto onde evitare la cross-contaminazione tra i
micropozzetti. Evitare anche di toccare o contaminare il tappo
o il bordo dei micropozzetti con il coniugato per non alterare il
risultato del test.
10.4.3 Prima incubazione
Incubare i micropozzetti sull’agitatore a temperatura ambiente
(15-30°C) agitandoli per 90 minuti.
10.4.4 Lavaggio dei micropozzetti
Lavare i micropozzetti con tampone di lavaggio alla concentrazione
di utilizzo appena preparato (Sezione 5.2.6).
Il metodo di lavaggio è determinante ai fini della performance del
test (sezione 8.2.12 ) e deve quindi essere eseguito correttamente,
ovvero i micropozzetti devono essere riempiti (con almeno 350μL
di soluzione tampone di lavaggio alla concentrazione di utilizzo) e
svuotati completamente.
Sono previsti almeno quattro lavaggi, automatici o manuali,
comprensivi di un periodo di immersione di 2 minuti durante
il secondo lavaggio o comunque di 2 minuti di immersione
complessivi nel corso dei quattro lavaggi.
Lavaggio manuale
Per il lavaggio manuale dei micropozzetti, aspirarne il contenuto
o svuotare i micropozzetti capovolgendoli e, utilizzando soluzione
di lavaggio appena preparata, assicurarsi che vengano riempiti e
svuotati completamente.
Dopo ogni lavaggio, eliminare i residui del tampone di lavaggio
picchiettando i micropozzetti capovolti su carta assorbente
pulita. Il lavaggio manuale risulta più efficace se la soluzione di
lavaggio viene versata ad un angolo tale da creare un vortice nei
micropozzetti. Dopo il lavaggio finale, capovolgere la micropiastra
e picchiettarla su carta assorbente per eliminare tutte le tracce di
tampone di lavaggio.
Lavaggio automatico
I lavatori automatici devono essere programmati in modo da
eseguire almeno 4 lavaggi e lasciare immersi i micropozzetti per
2 minuti nel corso dell’intero ciclo di lavaggio. I lavatori devono
essere tarati correttamente per garantire il riempimento e lo
svuotamento completo dei micropozzetti tra i lavaggi. Dopo il
lavaggio finale, capovolgere la micropiastra e picchiettarla su carta
assorbente per eliminare tutte le tracce di tampone di lavaggio.
10.4.5 Aggiunta dell’amplificatore
10.6. TABELLA RIASSUNTIVA DELL’ESECUZIONE DEL TEST IDEIA
PCE CHLAMYDIA
Verificare che tutti i reagenti raggiungano la
temperatura ambiente (15–30°C) prima dell’uso
Introdurre 200μL di campione
Introdurre 200μL di controllo negativo e di controllo positivo
Introdurre 100μL di amplificatore A in ogni pozzetto.
Introdurre 100μL di amplificatore B in ogni pozzetto.
Introdurre 50μL di coniugato
Avere l’accortezza di non toccare i micropozzetti durante la
dispensazione degli amplificatori A e B onde evitare la crosscontaminazione tra i micropozzetti.
Incubare per 90 minuti
mediante agitatore a 15-30°C
10.4.6 Seconda incubazione
Lavaggio (x 4)
Incubare i micropozzetti sull’agitatore a temperatura ambiente
(15-30°C) agitandoli per 30 minuti.
Introdurre 100μL di amplificatore A
Introdurre 100μL di amplificatore B
10.4.7 Arresto della reazione
Introdurre 100μL di amplificatore A in ogni pozzetto. Assicurare
la miscelazione omogenea del contenuto dei micropozzetti. Il
prodotto colorato è stabile per 30 minuti. Non esporre alla luce
solare diretta onde evitare la fotodecolorazione del prodotto
colorato.
Incubare per 30 minuti
mediante agitatore a 15-30°C
Introdurre 100μL di soluzione bloccante
10.5. INTERPRETAZIONE DEI RISULTATI DEI TEST
10.5.1 Lettura visiva
I micropozzetti possono essere verificati a vista per 30 minuti
dopo l’aggiunta della soluzione bloccante. Si consiglia di
interpretare con il fotometro i micropozzetti in cui l’intensità del
colore è troppo simile a quella del controllo negativo (Vedere la
sezione 10.5.2).
10.5.2 Lettura fotometrica
I micropozzetti possono essere verificati a vista per 30 minuti
dopo l’aggiunta della soluzione bloccante. Miscelare il contenuto
dei micropozzetti e leggere l’assorbanza di ogni pozzetto con
spettrometro idoneo o lettore di micropiastre messo a punto
su 490 nm. Pulire il fondo dei micropozzetti prima della lettura
e verificare l’assenza di materiale estraneo negli stessi. Il lettore
deve essere misurato contro aria (ossia senza micropiastra sul
carrello) prima di procedere alla scansione della piastra.
Qualora lo spettrofotometro o il lettore di micropiastre
consentano di utilizzare una lunghezza d’onda di riferimento
(da 620 a 650nm), è buona norma effettuare la lettura a doppia
lunghezza d’onda per eliminare eventuali interferenze imputabili
alla presenza di sporco o di segni sulla superficie ottica dei
micropozzetti.
Leggere l’assorbanza a 490nm
11.
CONTROLLO DELLA QUALITÀ E INTERPRETAZIONE
DEI RISULTATI DEL TEST
11.1. CONTROLLO NEGATIVO
Includere tre micropozzetti di controllo negativo per ogni test;
vedere la Sezione 10.4.1 (Introduzione del campione e del
controllo).
Verifica visiva
Tutti i micropozzetti contenenti il controllo negativo devono
essere incolori o presentare una colorazione rosastra. In caso
contrario, non affidarsi alla verifica visiva. Ricorrere invece alla
lettura fotometrica o ripetere il test.
Calcolo del valore di cut-off
Il valore di cut-off viene calcolato aggiungendo 0,05 al valore
medio di assorbanza del controllo negativo.
Lettura fotometrica
I singoli valori di assorbanza dei controlli negativi devono essere
inferiori o pari a 0,20 unità di assorbanza. I singoli valori di
assorbanza dei controlli negativi devono essere identici ai valori
medi di assorbanza (± 0,05) dei tre controlli negativi. Qualora un
valore di assorbanza dei controlli negativi non rientri nei limiti
previsti, scartarlo e ricalcolare la media degli altri due valori.
Qualora due valori di assorbanza dei controlli negativi non
rientrino nei limiti previsti, rieseguire il test.
11.2. CONTROLLO POSITIVO
Includere un pozzetto contenente il controllo positivo per ogni
test; vedere la Sezione 10.4.1 (Introduzione del campione e del
controllo).
Verifica visiva
Il pozzetto contenente il controllo positivo dovrebbe assumere un
colore rosso/magenta, che si distingue facilmente da quello dei
controlli negativi. In caso contrario, non affidarsi alla verifica visiva
per interpretare i risultati del test. Ricorrere invece alla lettura
fotometrica o rieseguire il test.
Lettura fotometrica
Il pozzetto contenente il controllo positivo deve avere
un’assorbanza pari a o maggiore di 0,50 unità di assorbanza. In
caso contrario, rieseguire il test.
11.3. CAMPIONI
Verifica visiva
I campioni che assumono una colorazione rosso/magenta più
intensa di quella dei controlli negativi sono positivi. I campioni
che assumono una colorazione rosso/magenta dall’intensità pari
o inferiore a quella dei controlli negativi sono negativi. I campioni
che assumono una colorazione rosa pallido simile a quella dei
controlli negativi devono essere sottoposti a lettura fotometrica o
alla ripetizione del test. Altrimenti, è possibile prelevare di nuovo
i campioni dal paziente.
Lettura fotometrica
I campioni biologici dai valori di assorbanza maggiori del valore
di cut-off sono positivi (vedere la Sezione 11.1). Qualora l’esito
del test registri valori di assorbanza ± 0,015 rispetto al valore di
cut-off, è consigliabile interpretare il test con estrema cautela,
ripeterlo o prelevare altri campioni dal paziente. Non comunicare
i risultati dei test ai pazienti qualora i controlli non rientrino nei
limiti previsti.
11.4. INTERPRETAZIONE E VERIFICA DEI RISULTATI DEI TEST
11.4.1 Interpretazione dei risultati dei test
La seguente tabella illustra come interpretare e formulare i
risultati dei test.
Tabella 11.4 Schema illustrativo dell’interpretazione e redazione
dei risultati dei test.
Risultato
Interpretazione Redazione degli esiti
OD > CO + 0,015 Positivo*
Presenza presunta dell’antigene di
Chlamydia LPS
(Non è stato eseguito il test bloccante)
OD = CO ± 0,015 Incerto*
Esito incerto del test. Rieseguire il test
OD < CO - 0,015 Negativo
Assenza dell’antigene
di Chlamydia LPS
OD = Densità ottica (unità di assorbanza)
CO = Cut-off = Media dei controlli negativi + 0,05 unità di
assorbanza
* Verificare i risultati positivi e incerti.
11.4.2 Verifica dei risultati dei test
Si consiglia vivamente di adottare un metodo di verifica atto a
confermare la positività dei campioni sottoposti al test IDEIA
PCE Chlamydia. I reagenti bloccanti IDEIA PCE Chlamydia
(
S604130-2)sono destinati alla verifica degli esiti e
rappresentano un ulteriore metodo di controllo della qualità dei
campioni prelevati.
12.
LIMITAZIONI DI PERFORMANCE
12.1. La qualità dei campioni è estremamente importante ai fini
dell’attendibilità dei test diagnostici. I campioni prelevati
da siti uretrali ed endocervicali umani devono contenere
il maggior numero possibile di cellule epitelilali colonnari
(vedere la Sezione 9). In alcuni campioni, il numero degli
organismi Chlamydia è inferiore al limite di identificazione
previsto per il test IDEIA PCE Chlamydia e il risultato del
test sarà quindi negativo.
12.2. Il test IDEIA PCE Chlamydia deve essere utilizzato
esclusivamente sui campioni umani uretrali, endocervicali
e di urine (di pazienti maschi). L’attendibilità del test su
campioni prelevati da altre parti del corpo umano non è
stata accertata.
12.3. Nei casi in cui non sia possibile prelevare un tampone
uretrale da un paziente di sesso maschile, è possibile
raccogliere un campione di urina. I campioni di urina
e uretrali devono essere prelevati da pazienti che non
hanno urinato da almeno 1 ora.
12.4. I tamponi in dotazione con i kit di prelievo dei campioni e
di tamponi a secco IDEIA Chlamydia sono muniti di punte
di Dacron e di bastoncini di metallo e/o plastica. Non è
stata accertata l’idoneità di altri tipi di tampone. Non è
consentito l’impiego di tamponi con bastoncini di legno,
alginato di calcio o contenenti agar o carbone.
12.5. Impiego di lubrificanti idrosolubili durante il prelievo
dei campioni – non è consentito l’impiego di lubrificanti
idrosolubili durante il prelievo di tamponi endocervicali
da pazienti affetti da sospetta infezione Chlamydia
trachomatis. L’impiego di lubrificanti idrosolubili per
uso personale o ginecologico può provocare false
reazioni nei test utilizzati per la diagnosi delle infezioni
Chlamydia trachomatis. Il falso risultato positivo dei test
eseguiti sui campioni prelevati con questo metodo può
essere confermato mediante l’esecuzione del test IDEIA
PCE Chlamydia unitamente al test bloccante IDEIA PCE
Chlamydia.
12.6. I risultati dei test d’individuazione di antigeni come
l’antigene IDEIA PCE Chlamydia non devono essere
utilizzati nell’ambito della medicina legale. Ricorrere
soltanto alle tradizionali colture cellulari di Chlamydia per
valutare i casi di abuso sospetto o i casi in cui la possibilità
di ottenere falsi positivi con i sistemi di identificazione
degli antigeni risulta inaccettabile10.
12.7. Nelle popolazioni dal basso tasso di incidenza della
malattia, i risultati ottenuti con i metodi di rivelazione
degli antigeni devono essere interpretati con estrema
cautela.
12.8. Non sono disponibili dati sull’utilizzo del test IDEIA PCE
Chlamydia per valutare la reazione dei pazienti alla
terapia.
12.9. L’anticorpo monoclonale utilizzato nel test IDEIA PCE
Chlamydia è stato prodotto per il gene e non fa distinzione
tra le diverse specie di Chlamydia.
12.10. È stata dimostrata la non reattività dei campioni che
contengono i ceppi batterici dello Staphylococcus aureus
ad una concentrazione di 107 CFU/ml nel test IDEIA PCE
Chlamydia.
14.
CARATTERISTICHE PRESTAZIONALI
14.1. STUDI CLINICI
L’attendibilità del test IDEIA PCE Chlamydia è stata valutata negli
studi clinici condotti in tre centri diagnostici nel Regno Unito.
14.2. CROSS-REATTIVITÀ
Le seguenti colture cellulari liquide overnight non hanno
reagito con l’anticorpo monoclonale utilizzato nel test IDEIA PCE
Chlamydia.
Gli studi sono stati condotti su campioni uretrali, endocervicali
e di urina prelevati da 987 pazienti (605 uomini, 382 donne) che
si erano rivolti a ginecologi ed urologi (gruppo ad alto rischio; il
tasso d’incidenza dell’infezione basato sui metodi di riferimento
è di circa il 10,0%).
Batteri
Gli studi sono stati condotti su campioni endocervicali prelevati
da 539 pazienti donne che si erano rivolte a cliniche prenatali
(gruppo a basso rischio, tasso d’incidenza dell’infezione rilevato
tramite metodologie di riferimento del 5,4%). Le metodologie
di riferimento adottate per rilevare la presenza dell’infezione
da Chlamydia trachomatis erano IDEIA Chlamydia con verifica
tramite immunofluorescenza diretta e/o test bloccante specifico
per la diagnosi della Chlamydia.
14.1.1 Performance
Campioni endocervicali e uretrali
I risultati di questi studi sono illustrati nella Appendice I.
Complessivamente, i risultati ottenuti con il test IDEIA PCE
Chlamydia concordano con i risultati ottenuti con le metodologie
di riferimento per 1043 su 1047 campioni, il che corrisponde a
una concordanza del 99,6%.
La sensibilità relativa del test IDEIA PCE Chlamydia per i gruppi
ad alto e basso rischio era del 100% (60/60 per il gruppi ad alto
rischio : 29/29 per il gruppo a basso rischio).
La specificità relativa del test IDEIA PCE Chlamydia per i gruppi ad
alto e basso rischio era rispettivamente del 100% (448/448) e del
99,2% (506/510):
Complessivamente, la sensibilità relativa e la specificità relativa
del test IDEIA PCE Chlamydia erano rispettivamente del 100%
(89/89) e del 99,6% (954/958).
Campioni di urina (di pazienti maschi)
I risultati di questi studi sono illustrati nella Appendice I.
Complessivamente, i risultati ottenuti con il test IDEIA PCE
Chlamydia concordano con i risultati ottenuti con le metodologie
di riferimento per 474 su 479 campioni, il che corrisponde a una
concordanza del 99,0%.
Complessivamente, la sensibilità relativa e la specificità relativa
del test IDEIA PCE Chlamydia erano rispettivamente del 97,5%
(39/40) e del 99,1% (435/439).
12.11. I risultati dei test devono essere interpretati avvalendosi
anche dei dati emersi dagli studi iepidemiologici,
della valutazione del paziente e di altre metodologie
diagnostiche.
Performance globale
Complessivamente, la sensibilità relativa e la specificità relativa
del test IDEIA PCE Chlamydia erano rispettivamente del 99,2%
(128/129) e del 99,4% (1389/1397).
13.
VALORI PREVISTI
I tassi di positività variano in funzione dell’incidenza della
Chlamydia nelle popolazioni e regioni geografiche diverse, delle
modalità di prelievo, manipolazione, conservazione e trasporto
dei campioni, nonché delle condizioni sanitarie generali della
popolazione oggetto dello studio1. Il tasso d’incidenza delle
infezioni urogenitali della Chlamydia per pazienti presi a campione
che si rivolgono a ginecologi ed urologi è compreso fra il 10% e
il 25%. Per i pazienti affetti da uretrite aspecifica e uretrite postgonococca, il tasso d’incidenza sale fino al 30%-60%.
Il tasso d’incidenza più basso delle infezioni uro-genitali (inferiore
al 10%) si riscontra nei pazienti che si rivolgono ad ostetrici e
ginecologi1,11.
Il tasso d’incidenza della Chlamydia rilevata con il test IDEIA
PCE Chlamydia ha registrato un aumento dal 9,0% al 10,4% per
i gruppi ad alto rischio e dal 5,2% al 6,1% per il gruppo a basso
rischio rispetto ai risultati ottenuti con il test IDEIA Chlamydia.
Il tasso d’incidenza complessivo dell’infezione da Chlamydia
rivelato con il test IDEIA PCE Chlamydia è stato dell’8,9% rispetto
al 7,7% ottenuto con il test IDEIA Chlamydia.
La disponibilità di questi dati ha consentito di rivalutare la
sensibilità e la specificità del test IDEIA PCE Chlamydia rispetto alla
coltura cellulare (Appendice II), avvalendosi dei dati comparativi
del test IDEIA Chlamydia.
Acholeplasma laidlawii
Acinetobacter calcoaceticus var anitratus
Aeromonas hydrophila
Bacteroides fragilis
Bacillus cereus
Campylobacter coli
Candida albicans
Citrobacter freundii
Clostridium perfringens
Clostridium difficile
Enterobacter cloacae
Enterococcus faecalis
Escherichia coli
Gardnerella vaginalis
Haemophilus influenzae
Klebsiella aerogenes
Streptococcus pyogenes
Lactobacillus lactis
Listeria monocytogenes
Mycoplasma orale
Mycoplasma hominis
Mycoplasma arginini
Mycoplasma hyorhinis
Mycoplasma pneumoniae
Mycoplasma genitalium
Neisseria gonorrhoeae
Peptococcus sp
Peptostreptococcus anaerobius
Proteus mirabilis
Pseudomonas aeruginosa
Salmonella minnesota
Serratia marcescens
Shigella sonnei
Staphylococcus epidermidis
Staphylococcus aureus
Streptococcus agalactiae
Streptococcus dysgalactiae
Streptococcus dysgalactiae
subsp. equisimilis
Streptococcus pneumoniae
Ureaplasma sp
Veillonella spp
Virus
Virus Herpes simplex
15.
fonti BIBLIOGRAfia
1. C
hlamydia Disease (1983) Ed. Darougar, S.
British Medical Bulletin 39: 107-203
2. S chachter, J. und Dawson, C. R. (1979) Psittacosis-lymphogranuloma venereum agents/TRIC agents. In:
Lennette, E. H. und Schmidt, N. J. Hrsg. Diagnostic procedures for viral,
rickettsial and chlamydial infections. 5. Auflage, American Public Health
Association, 1021-1059
3. G
oh, B. (1988) Chlamydia trachomatis genital infection The Practitioner 232: 813-818
4. P
ugh, S. F., Slack, R. C. B., Caul, E. O., Paul, I. D., Appleton, P. N., Gatley,
S. (1985) Enzyme amplified immunoassay: A novel technique applied to direct
detection of Chlamydia trachomatis in clinical specimens. Journal of Clinical Pathology 38: 1139-1141
5. P
eeling, R. W. und Brunham, R. C. (1994) Molecular
Techniques
for
the
Laboratory
Identification
of Chlamydia trachomatis.
Journal of International Federation of Clinical Chemistry 6: (3) 78-82
6. H
irose T, Iwasawa Am Satoh T, Itoh N, Tsukamoto T, Gohro T,
Miyagusgu T, Ikegaki S, Saka T, Nishimura M, Yamazaki K, Yoshida H,
Hagiwara T Clinical study of the effectiveness of a dual amplified immunoassay
(IDEIA PCE Chlamydia) for the diagnosis of male urethritis.
Int J STD AIDS 1998 Jul; 9 (7): 414-417
7. T akashi Deguchi, Mitsuru Yasduda, Masahiro Uno, Kohji Tada, Hideki
Iwata, Hisao Komeda, Shin-Ichi Maeda, Vivian Latila, Isao Saito,
Yukimichi Kawada Comparison among performance of a ligase chain reaction-based assay
and two enzyme immunoassays in detecting Chlamydia trachomatis in
urine specimens from men with Nongonococcal Urethritis. Journal of Clinical Microbiology, July 1996, 1708 – 1710
8. P
aul I, Leece J, Caul E O Chlamydia trachomatis: a review of its laboratory diagnosis and a
preliminary evaluation of a new DNA-based assay.
PHLS Microbiology Digest 13 (4)
9. L ihme, A. und Stanley, C. (1995) A high performance upgrade for ELISA´s European Clinical Laboratory: 8
10.CDC Report (1991) False Positive Results with the Use of Chlamydia Tests in the Evaluation
of Suspected Sexual Abuse - Ohio, 1990 Morbidity and Mortality WR 39: 932-935
Appendice I: 11.Chlamydia Infections (1986)
Hrsg. Oriel, D., Ridgway, G., Schachter, J., Taylor-Robinson, D.
und Ward, M.
From Proceeedings of the Sixth International Symposium on
Human Chlamydial Infections
Published by Cambridge University Press
Campione
Raffronto dei risultati ottenuti con il test IDEIA PCE Chlamydia e le metodologie di riferimento
(IDEIA Chlamydia, immunofluorescenza e test bloccante) su campioni uretrali, endocervicali e di urina nelle
popolazioni ad alto e a basso rischio
Popolazione
Uretrale
Ad alto rischio
Endocervicale Ad alto rischio
A basso rischio
Urine (uomini) Ad alto rischio
Totale
Tasso d’incidenza %
IDEIA
IDEIA PCE
Chlamydia
Chlamydia
13,5 (17/126)
15,1 (19/126)
8,6 (33/382)
10,7 (41/382)
5,2 (28/539)
6,1 (33/539)
8,1 (39/479)
9,0 (43/479)
7,7 (117/1526) 8,9 (136/1526)
N. di campioni positivi nei % sensibilità
% specificità
test IDEIA Chlamydia e IDEIA
PCE Chlamydia
100 (19/19)
100 (107/107)
17/1261
100 (41/41)
100 (341/341)
33/3822
100 (29/29)
99,2 (506/510)
28/5393
97,5 (39/40)
99,1 (435/439)
38/4794
116/1526
99,2 (128/129) 99,4 (1389/1397)
1. I risultati discordanti hanno interessato 3 campioni: uno si era rivelato negativo al test IDEIA PCE Chlamydia e positivo al test IDEIA Chlamydia, e di nuovo
negativo nel test ripetuto in seguito. Due campioni si erano rivelati positivi nel test IDEIA PCE Chlamydia e negativi nel test IDEIA Chlamydia; entrambi i
campioni si erano rivelati positivi all’immunofluorescenza diretta.
2. I risultati discordanti hanno interessato 8 campioni, che si erano rivelati tutti positivi nel test IDEIA PCE Chlamydia e negativi nel test IDEIA Chlamydia.
Tutti gli 8 campioni si erano rivelati positivi al test d’immunofluorescenza diretta.
3. I risultati discordanti hanno interessato 5 campioni, che si erano rivelati tutti positivi nel test IDEIA PCE Chlamydia e negativi nel test IDEIA Chlamydia.
Uno dei campioni si era rivelato positivo con il test d’immunofluorescenza diretta, mentre gli altri quattro erano risultati tutti negativi.
4. I risultati discordanti hanno interessato 6 campioni: 5 si erano rivelati positivi nel test IDEIA PCE Chlamydia e negativi nel test IDEIA Chlamydia e uno
positivo nel test IDEIA Chlamydia e negativo nel test IDEIA PCE Chlamydia. Uno dei 5 campioni sottoposti al test d’immunofluorescenza diretta si era
rivelato positivo nel test IDEIA PCE Chlamydia, mentre gli altri quattro erano risultati negativi. Il campione positivo nel test IDEIA Chlamydia e negativo
nel test IDEIA PCE Chlamydia si era rivelato positivo nel test d’immunofluorescenza diretta.
Appendice II: Correlazione tra i test IDEIA Chlamydia e IDEIA PCE Chlamydia e la coltura cellulare
I risultati ottenuti con il test IDEIA PCE Chlamydia non sono stati paragonati direttamente a quelli ottenuti con la coltura cellulare.
Tuttavia, il maggiore tasso d’incidenza osservato con il test IDEIA PCE Chlamydia rispetto al test IDEIA Chlamydia (Appendice I) può
essere utilizzato per calcolare la performance prevista per il test IDEIA PCE Chlamydia rispetto alla coltura cellulare.
Appendice II illustra la performance nota del test IDEIA Chlamydia rispetto a quella della coltura cellulare ricavata dai risultati di
quattro centri diagnostici, nonché la performance prevista per il test IDEIA PCE Chlamydia rispetto alla coltura cellulare basata sulla
performance nota rispetto a quella del test IDEIA Chlamydia
Campione
Popolazione
Performance del test IDEIA Chlamydia1 rispetto Performance prevista per il test IDEIA PCE
alla coltura cellulare
Chlamydia rispetto alla coltura cellulare
Sensibilità (%)
Specificità (%)
Sensibilità prevista (%) Specificità prevista (%)
98,5%3
Uro-genitale
Ad alto rischio
91,9% (385/419)
98,5% (1806/1834)
100%2
A basso rischio
100% (40/40)
98,6% (575/583)
100%2
97,8%3
Urine (Uomini) Ad alto rischio
84,7% (149/176)
98,7% (938/950)
93,38%2
97,8%3
1. Basata sulle valutazioni esterne effettuate presso i quattro centri diagnostici.
2. Valore previsto calcolato dalla maggiore positività ottenuta con il test IDEIA PCE Chlamydia rispetto al test IDEIA Chlamydia (Appendice I).
3. Valore previsto calcolato dalla specificità del test IDEIA PCE Chlamydia rispetto alle metodologie di riferimento (Appendice I)
0086
IFU X7843 revisione Agosto 2012
OXOID Limited,
Wade Road, Basingstoke,
Hampshire, RG24 8PW,
Gran Bretagna
Per le richieste di informazioni, rivolgersi alla sede o al rivenditore
Oxoid di fiducia