Metodi respirometrici
La respirometria copre una lacuna riguardante
l’acquisizione di parametri particolari necessari
per il monitoraggio avanzato del processo. Le
informazioni che se ne traggono riguardano
essenzialmente:
Il frazionamento del COD
-Il frazionamento della biomassa attiva.
-Le velocità delle fasi del processo
(nitrificazione, denitrificazione, ossidazione del
Carbonio)
-


Come indica la stessa etimologia della parola, con il
termine respirometria si intende la “misura della
respirazione” di un sistema. La respirazione di un
sistema biologico è un importante indice dell’attività
enzimatico - metabolica dello stesso e la sua misura
è stata ampiamente utilizzata per ricavare
informazioni sul metabolismo batterico e soprattutto
sull’utilizzazione dei substrati.
Per consumo di ossigeno si intende la quantità
complessiva di ossigeno utilizzata da un sistema
biologico per espletare le funzioni cataboliche ed
anaboliche in un certo tempo. La velocità di
consumo dell’ossigeno rappresenta invece la
quantità di ossigeno utilizzata nell’unità di tempo dal
sistema correlata alla velocità della reazione
biologica.



In un fango attivo il consumo di ossigeno è
dovuto principalmente ai seguenti contributi:
la respirazione, da cui deriva l’energia
necessaria a garantire le funzioni delle cellule;
questo termine, che si misura in assenza di
substrato, rappresenta il contributo endogeno
del consumo di ossigeno;
la degradazione del substrato, cioè il consumo
di ossigeno necessario per l’ossidazione della
sostanza organica o dei composti azotati
presenti nel liquame alimentato e per la sintesi
di nuovo materiale cellulare: questo termine
rappresenta il contributo esogeno del consumo
di ossigeno.


La velocità di consumo dell’ossigeno durante il
processo di degradazione del substrato e di
sintesi cellulare è molto più alta rispetto a
quella relativa alla respirazione.
I substrati rapidamente biodegradabili
presenti nei reflui comportano un’elevata
richiesta di ossigeno a breve termine;
diminuendo il substrato, la velocità di
consumo dell’ossigeno progressivamente
diminuisce, raggiungendo il valore della
velocità endogena alla scomparsa del
medesimo.


Nel caso dell’ossidazione di composti
lentamente biodegradabili si misura una
bassa velocità di consumo di ossigeno, che
risulta poco diversa da quella endogena.
A volte, specialmente per scarichi industriali,
le acque reflue possono contenere composti
biodegradabili solo da parte di una biomassa
batterica acclimatata. In questo caso, per la
corretta misura del consumo di ossigeno
associato al refluo è necessario disporre di un
fango attivo acclimatato agli specifici
composti presenti nello scarico.



Il consumo di ossigeno viene misurato per mezzo di respirometri
che possono essere classificati come:
manometrici: viene misurata la differenza di pressione indotta
dal consumo di ossigeno in un sistema chiuso a volume e
temperatura costante, generalmente a 20°C. Il campione è
mantenuto in continua agitazione in modo da consentire la
diffusione dell’ossigeno presente nella porzione d’aria
sovrastante. La quantità di ossigeno disciolto consumata è
determinata sulla base della diminuzione di pressione del
sistema indotta dall’assorbimento della CO2 prodotta equimolare
all’ossigeno consumato (mediante soluzione alcalina, es. KOH o
NaOH);
elettrolitici: l’ossigeno consumato, che produce una riduzione nel
reattore in seguito alla CO2 equimolare assorbita, viene
reintegrato da una cella elettrolitica che produce ossigeno puro
fino a bilanciare tale variazione di pressione. La quantità di
ossigeno desunta dal funzionamento della cella elettrolitica viene
continuamente registrata e cumulata nel tempo.

elettrochimici: la concentrazione di ossigeno
in acqua viene continuamente misurata da
un sensore costituito da elettrodi immersi in
una soluzione elettrolitica, separata dal
campione da analizzare da una membrana
semipermeabile (elettrodo di Clark). Le
molecole di ossigeno disciolto diffondono
attraverso la membrana con velocità
proporzionale alla concentrazione di
ossigeno presente nel campione e vengono
poi ridotte su uno degli elettrodi che funge
da catodo. La corrente elettrica così
generata è proporzionale alla velocità di
diffusione delle molecole di ossigeno
attraverso la membrana e quindi
proporzionale alla concentrazione di
ossigeno presente in acqua.

Esistono diverse
configurazioni possibili
per i respirometri ma la
più diffusa è costituita,
nella forma più
semplificata, da un
reattore in cui è immesso
il campione da testare e
da una sonda per
l’ossigeno disciolto
collegata ad un
ossimetro. Tale
configurazione viene
spesso completata da un
sistema di acquisizione
dati interfacciato ad un
computer (Fig.1).


Un reattore respirometrico ha generalmente un volume
compreso tra alcuni decilitri fino a 3 litri, è dotato di
termostatazione a temperatura controllata ed è equipaggiato
con sistema di aerazione (circa 100 – 200 l aria/h l reattore) e
miscelatore (per ridotti volumi può essere sufficiente un
agitatore magnetico). La sonda di misura dell’ossigeno
collegata all’ossimetro è il componente più importante. Infatti lo
strumento utilizzato deve essere sensibile a piccole variazioni
della concentrazione di ossigeno disciolto (espressa come
mgO2/l), con precisione di almeno il decimo di unità
(l’intervallo di misura è solitamente compreso tra 0.00 e 10.00
mgO2/l).
Per una corretta esecuzione delle misure è importante che il
tempo di risposta della sonda sia più breve dell’intervallo di
misurazione scelto. E’ molto utile che l’ossimetro sia dotato di
sistema automatico di acquisizione dati e/o connessione con PC
per la memorizzazione e successiva elaborazione degli stessi.
Procedura di laboratorio per la
determinazione dell’OUR (Oxygen Uptake
Rate)




Tra le prove respirometriche quella più diffusa consiste nella
determinazione dell’OUR, che è in netta relazione con l’attività del
fango.
I test respirometrici sono effettuati utilizzando il fango attivo (1-2
litri) prelevato dal reattore biologico dell’impianto di depurazione.
Qualora il fango attivo provenga da impianti con elevata
concentrazione di solidi sospesi, è opportuno diluirlo, possibilmente
con l’effluente dell’impianto, per raggiungere una concentrazione
di solidi sospesi totali indicativamente pari a 2-3 gSST/l.
Dopo il prelievo il fango attivo viene mantenuto in condizioni
aerate per un arco di tempo che può variare da alcune ore fino
anche ad 1 giorno allo scopo di eliminare il COD biodegradabile
(rapidamente e lentamente) ancora presente e assicurare quindi il
raggiungimento della fase endogena

Procedura per la determinazione dell’OUR
endogeno
L’OUR endogeno serve per determinare il
consumo di ossigeno relativo alla sola attività di
decadimento endogeno del fango.



Prelevare 5 L di fango attivo pre-aerato;
Introdurre nel becker l’agitatore meccanico e la
sonda per l’ossigeno e mantenere agitato ed in
aerazione fino a portare la concentrazione di
ossigeno disciolto (DO) a circa 7-8 mg/l;
Sospendere l’aerazione e cominciare la misura
della concentrazione dell’ossigeno disciolto;




Sospendere la misura quando la
concentrazione di ossigeno disciolto
scende al di sotto di 0.1 mg/L;
Prelevare un campione di fango di 50 mL
dal becker e filtrarlo su filtro a fascia nera
tarato;
Porre il filtro in stufa a 105° per 24 ore e,
dopo averlo raffreddato, pesarlo;
Mettere il filtro in crogiolo tarato e porlo
in muffola a 600° per 24 ore e, dopo
averlo fatto raffreddare, pesarlo.

Procedura per la determinazione dell’OUR massimo
L’OUR massimo determina la velocità massima di consumo di
ossigeno in presenza di substrato altamente biodegradabile
(l’acetato è la sola specie che passa inalterata la parete cellulare)








Prelevare 5 L di fango attivo pre-aerato;
Introdurre nel becker l’agitatore meccanico e l’ossimetro e
mantenere agitato ed in aerazione fino a portare la concentrazione
di ossigeno disciolto (DO) a circa 7-8 mg/l;
Aggiungere circa 10 g di acetato di sodio (CH3COONa);
Sospendere l’aerazione e cominciare la misura della concentrazione
dell’ossigeno disciolto;
Sospendere la misura quando la concentrazione di ossigeno
disciolto scende al di sotto di 0.1 mg/L;
Prelevare un campione di fango di 50 mL dal beker e filtrarlo su
filtro a fascia nera tarato;
Porre il filtro in stufa a 105° per 24 ore e, dopo averlo raffreddato,
pesarlo;
Mettere il filtro in crogiolo tarato e porlo in muffola a 600° per 24
ore e, dopo averlo fatto raffreddare, pesarlo.





.
Trattamento dei dati e calcoli
Riportare in grafico la concentrazione di ossigeno
disciolto (in ordinata) contro il tempo (in ascissa)
per ogni test eseguito. Si ottiene normalmente una
retta, visto che in entrambi i casi il substrato
degradato è di un solo tipo.
Ricavare la pendenza della curva risultante.
Calcolare la concentrazione dei solidi sospesi (MLSS)
e dei solidi sospesi volatili (MLVSS) del fango
utilizzato dalle analisi gravimetriche
Il valore di OUR relativo ai due test eseguiti sarà
dato da:
pendenzaretta
mgO2
OUR 

MLVSS
gMLVSSh


Il valore di OUR finale sarà dato dalla
differenza tra OUR massimo e OUR endogeno.
Tale valore dovrà poi essere standardizzato
alla temperatura di 20°C tramite la seguente
formula:
OUR20C 
OUR

T 20 
1.123
dove T è la temperatura media registrata durante il test.
Metodi respirometrici per la determinazione del
frazionamento del COD nel refluo

Ai fini soprattutto della modellizzazione,
ma anche per comprendere meglio le
rese ottenibili dal processo in relazione al
substrato alimentato, Il COD viene
suddiviso in frazioni che hanno un preciso
significato fisico ed impiantistico, a
ciascuna delle quali è associabile una
velocità di ossidazione riferibile ad uno
specifico processo di degradazione.
Frazioni di COD:
 COD totale: per via chimica
 COD solubile: per via chimica
 RBCOD: COD rapidamente biodegradabile,
per via respirometrica
 RHCOD: COD rapidamente idrolizzabile, di
difficile determinazione (tentativo
respirometrico)
 SBCOD:COD lentamente biodegeradabile, per
via respirometrica (analisi lunga)
 Biomassa attiva, XH:per via respirometrica

La suddivisione tipica del COD totale è quella
mostrata in Fig.1.
COD totale
Solubile
Non
biodegradabile
Particolato
Biodegradabile
Rapidamente
biodegradabile
RBCOD
Rapidamente
idrolizzabile
RHCOD
Biodegradabile
Lentamente
biodegradabile
SBCOD
Non
biodegradabile
Biomassa attiva



Un substrato è rapidamente biodegradabile o
rapidamente idrolizzabile se viene rimosso in
un tempo pari a qualche ora o alla frazione di
ora.
E’ lentamente biodegradabile se per la sua
degradazione è necessario un tempo da
diverse ore ad uno o più giorni.
Questa distinzione basata sul tempo
necessario per la biodegradazione si rapporta
al tempo effettivamente disponibile in un
impianto di depurazione convenzionale a
fanghi attivi per l’ossidazione dei substrati
(HRT).
1.

Metodo diretto per la determinazione
del COD rapidamen-te biodegradabile
(RBCOD)
L’ipotesi fondamentale su cui si basa questo
metodo è che la biomassa assimila la frazione
rapidamente biodegradabile del COD nello
stesso modo in cui assimila l’acido acetico o
l’acetato di sodio. Questo metodo permette la
determinazione della concentrazione di RBCOD
mediante un test cosiddetto a singolo OUR,
poiché è sufficiente disporre di un unico tratto
decrescente della concentrazione di ossigeno
disciolto (OD). L’RBCOD viene calcolato a
partire dall’OD consumato sulla base di una
curva di calibrazione mediante acetato di sodio.


1.1
La curva di calibrazione tra OD e
RBCOD
Per la quantificazione dell’RBCOD è necessario
disporre di una curva di calibrazione che
esprima la correlazione tra il COD aggiunto
(come acetato di sodio) ed il relativo consumo
di ossigeno da parte del fango attivo. Il COD
dell’acetato può essere determinato
teoricamente sulla base del calcolo del ThOD
(“Theoretical Oxygen Demand”) oppure
misurando direttamente il COD della soluzione
di acetato. Misurato sperimentalmente il
rapporto è pari a 0.75 gCOD/g acetato.
Per calcolare la curva di calibrazione tra OD utilizzato e COD consumato è
necessario disporre di 5-6 punti ciascuno ottenuto con un diverso
dosaggio di acetato seguendo il procedimento seguente:



utilizzare nel respirometro un volume di fango attivo pre-aerato con
concentrazione pari a 2-3 gMLVSS/l dopo dosaggio di ATU(AllilTioUrea,
inibitore dei batteri autotrofi nitrosanti, fino a 10-20 mg/l di campione);
portare la concentrazione di OD a saturazione (in genere 7-8 mgO2/l)
continuando ad aerare per alcuni minuti;
aggiungere una quantità nota di acetato di sodio (nell’intervallo 4-15
mgCOD per litro di fango attivo) interrompendo l’aerazione nello stesso
istante dell’aggiunta, in modo tale da poter misurare il decadimento di OD
in seguito alla rimozione del substrato;

avviare l’acquisizione dei dati di OD già prima del dosaggio di substrato
con frequenza di acquisizione pari a 5-10 secondi;

concludere il test quando la concentrazione di OD raggiunge il valore
limite inferiore di 2 mgO2/l;

ripetere i passi 1-4 per 5-6 concentrazioni diverse di acetato nell’intervallo
indicato al punto 3.
Il tracciato che si ottiene dall’applicazione di
questo procedimento in seguito all’addizione di
acetato è il seguente:
Dosaggio substrato
Ossig
eno
discio
lto,
mgO2
/l
ΔDO
t0
Tempo, min
La prima porzione del tracciato a maggior pendenza è relativa all’ossidazione
dell’acetato ed il punto di rapido cambio di pendenza rappresenta la completa rimozione
dello stesso. Il successivo tratto a pendenza minore rappresenta invece la respirazione
endogena, preesistente all’aggiunta dell’acetato. Si interpola questo secondo tratto e si
estrapola la pendenza fino al tempo t0, corrispondente all’aggiunta del substrato.
Questa costruzione grafica permette di misurare graficamente il valore di ΔO consumato
durante il test in seguito all’aggiunta del substrato
. I valori di ΔO calcolati per i 5-6 test a diversi dosaggi di acetato
vengono rappresentati graficamente in funzione del rispettivo COD
aggiunto, per ottenere la seguente curva di calibrazione[1]:
Consumo di ossigeno, mgO2/l

5
4
3
2
1
0
0
2
4
6
8
10
12
14
16
RBCOD come acetato, mgCOD/l

[1] La curva di calibrazione è indipendente dalla concentrazione
del fango attivo utilizzato: un fango attivo con più alta
concentrazione di MLVSS presenta una più elevata velocità di
rimozione dell’ossigeno (in termini volumetrici) ed un tempo di
rimozione minore, ma il valore di ΔO non cambia. Inoltre, la curva
non varia significativamente nel tempo per fanghi attivi prelevati
da un medesimo impianto di depurazione. Quindi una curva di
calibrazione può essere considerata valida per diverse settimane
Determinazione dell’RBCOD nel refluo



Per la quantificazione dell’RBCOD di un refluo si applica il
procedimento già descritto per l’acetato, dosando all’inizio del test
una quantità di refluo in genere nell’intervallo di 10-100 ml per
litro di fango attivo. Un dosaggio ottimale deve fornire circa 5-15
mg RBCOD per litro di fango attivo
La quantità ottimale di refluo da aggiungere all’inizio del test deve
essere tale che la concentrazione di OD al momento del cambio di
pendenza non sia troppo vicina alla concentrazioni limite di 2
mgO2/l, al fine di valutare con accuratezza il cambio di pendenza.
Una quantità adeguata è pari a circa 3-4 mgRBCOD/gMLVSS.
Il tracciato ottenuto con dosaggio di refluo differisce da quello
ottenuto con dosaggio di acetato in quanto, in corrispondenza della
completa rimozione dell’RBCOD, non si osserva un netto cambio di
pendenza. Questo comportamento è dovuto alla presenza di
substrati rapidamente idrolizzabili la cui ossidazione causa una
graduale variazione nella pendenza di OD.
L’algoritmo per calcolare l’RBCOD del refluo è il
seguente:



inserire il valore di ΔO nella curva di
calibrazione e ricavare il corrispondente valore
di COD;
moltiplicare questo valore di COD per il volume
di liquido del respirometro (volume fango attivo
+ volume refluo aggiunto): il risultato
corrisponde a tutto l’RBCOD aggiunto con il
refluo (espresso in mgCOD);
calcolare la concentrazione originale di RBCOD
nel refluo (mgRBCOD/l) sulla base del valore
calcolato al punto precedente, tenendo conto
della diluizione del refluo nel respirometro
effettuata al momento del dosaggio.
Determinazione di tutte le frazioni di
COD biodegradabile








Questo metodo porta alla quantificazione del COD biodegradabile totale
presente in un refluo, quindi rappresenta una frazione del COD totale
determinato per via chimica.
La procedura è la seguente:
Portare in un contenitore da 5 L un volume di fango attivo con
concentrazione di 2-3 gMLVSS/L;
Addizionare ATU;
Stabilire il volume di refluo da dosare ottimale per l’esecuzione del test in
modo che F/M = 0.05;
Lasciar sedimentare il fango nel tester e prelevare un volume di
surnatante pari a quello del refluo da dosare in modo tale da non diluire
la biomassa;
Aerare la miscela fino a 7-8 mgO2/l, aggiungere il refluo e interrompere
l’aerazione mantenendo il tester miscelato e monitorando la
concentrazione di ossigeno fino a raggiungere un valore di
concentrazione prefissato;
Riavviare l’aerazione per riportare la concentrazione di ossigeno a 7-8
mg/l e ripetere come al punto precedente per una durata complessiva
pari almeno al tempo di ritenzione idraulica dell’impianto.

Per ogni frazione del test si determinano dei singoli OUR che, nel tempo,
danno un grafico del tipo seguente detto anche respirogramma (si noti
che in ordinate vi sono dei valori di OUR e non di OD, come nei grafici
precedenti, pertanto ogni punto è rappresentativo di un OUR specifico e
quindi di una classe di composti):

L’area compresa tra il respirogramma
completo e la respirazione endogena
(Area 1) individua l’ossigeno totale (O)
utilizzato per l’ossidazione di tutto il COD
biodegradabile nel refluo (CODb). Le due
aree possono essere calcolate tramite
l’integrale delle curve o tramite il metodo
dei trapezi. Questo metodo prevede di
suddividere l’area sottesa alla curva in
elementi finiti di forma trapezoidale
delimitati verticalmente da due valori
consecutivi di OUR tra loro distanziati da
un intervallo temporale t.
AUR: Ammonia Uptake Rate
(nitrificazione)


Le prove respirometriche di AUR (“Ammonia Uptake
Rate”, velocità di utilizzo dell’azoto ammoniacale)
eseguite manualmente o mediante appositi biosensori,
consentono di quantificare l’attività nitrificante esplicata
dalla biomassa. Inoltre, poiché i batteri nitrificanti
costituiscono la frazione più sensibile della biomassa ad
eventuali fenomeni di intossicazione, l’effettuazione di
prove di AUR consente di evidenziare la riduzione o la
perdita dell’attività metabolica della popolazione
batterica.
Un test alternativo consiste nell’utilizzare la stessa
procedura vista per l’OUR, utilizzando però un
composto a base ammoniacale quale substrato, e
relazionarlo all’ammoniaca convertita.
AUR: metodo indiretto







Procedura per la determinazione dell’OUR
endogeno (uguale al OUR precedente)
Prelevare 5 L di fango attivo pre-aerato;
Introdurre nel becker l’agitatore meccanico e
l’ossimetro e mantenere agitato ed in aerazione fino a
portare la concentrazione di ossigeno disciolto (DO) a
circa 7-8 mg/l;
Aggiungere circa 10 mg/L di alliltiourea (ATU);
Sospendere l’aerazione e cominciare la misura della
concentrazione dell’ossigeno disciolto;
Sospendere la misura quando la concentrazione di
ossigeno disciolto scende al di sotto di 0.1 mg/L;
Prelevare un campione di fango di 5mL dal becker e
filtrarlo su filtro a fascia nera tarato e determinare
MLSS e MLVSS;







Procedura per la determinazione dell’OUR
massimo (per i nitrificanti)
Prelevare 5 L di fango attivo pre-aerato;
Introdurre nel becker l’agitatore meccanico e
l’ossimetro e mantenere agitato ed in aerazione
fino a portare la concentrazione di ossigeno
disciolto (DO) a circa 7-8 mg/l;
Aggiungere circa 30-40 mg N/L sottoforma di
cloruro di ammonio (NH4Cl);
Sospendere l’aerazione e cominciare la misura
della concentrazione dell’ossigeno disciolto;
Sospendere la misura quando la concentrazione
di ossigeno disciolto scende al di sotto di 0.1
mg/L;
Prelevare un campione di fango di 5mL dal
becker e filtrarlo su filtro a fascia nera tarato e
determinare MLSS e MLVSS.
Trattamento dei dati e calcoli
Riportare in grafico la concentrazione di ossigeno disciolto (in ordinata) contro il
tempo (in ascisse) per ogni test eseguito e ricavare la pendenza della curva
risultante. Calcolare la concentrazione dei solidi sospesi (MLSS) e dei solidi sospesi
volatili (MLVSS) del fango utilizzato per il test come segue:
MLSS 
 pesolordo  tara   1000000
V
MLVSS  MLSS 
Peso600  tara *1000
V
dove peso lordo è il peso del filtro + filtrato dopo essiccatura a 105° C per 24 ore
[mg], tara il peso del filtro tarato [mg], V il volume di campione che è stato
sottoposto a filtrazione [ml] e peso 600° il peso del filtro + filtrato dopo trattamento
a 600° C [mg]. Il valore di OUR sarà dato da:
OUR 
pendenzaretta  3600
mgO2

MLVSS
gMLVSSh
La velocità specifica di nitrificazione viene ricavata dalla relazione seguente:
v
OURmassimo  OURendogeno 
C
dove OUR massimo
è la pendenza della curva relativa al test dell’OUR
massimo [mgO2 l-1 h-1], OUR endogeno la pendenza della curva relativa al test dell’OUR
endogeno [mgO2 l-1 h-1] e C il fattore di conversione ossigeno-nitrato [4.2-4.33 mg
O2/mg N-NO3]. Tale valore dovrà poi essere standardizzato alla temperatura di
20°C tramite la seguente formula:
v
v 20C 
1.123T  20 
dove T è la temperatura media registrata durante il test.








Test diretto per la determinazione della velocità di
utilizzo dell’azoto ammoniacale (N-NH3)
Procedura
Prelevare 5 L di fango attivo pre-aerato;
Introdurre nel becker l’ossimetro e mantenere in
aerazione fino a portare la concentrazione di ossigeno
disciolto (DO) a circa 7-8 mg/l;
Aggiungere circa 30-40 mg N/L sottoforma di cloruro di
ammonio (NH4Cl);
Mantenere il campione in aerazione;
Prelevare campioni di fango del volume di circa 10 mL
ad intervalli regolari (ogni 5-10 minuti) e filtrarli su
filtro a fascia nera;
Sottoporre il campione ad analisi tramite HPLC per la
determinazione dell’azoto sotto forma nitrica e nitrosa;
Prelevare un campione di fango di 50 mL dal becker e
filtrarlo su filtro a fascia nera tarato; determinare MLSS
e MLVSS
Trattamento dei dati e calcoli
Riportare in grafico la concentrazione di azoto nitrico (in ordinata) contro il tempo
(in ordinata) per ogni test eseguito e ricavare la pendenza della curva risultante.
Calcolare la concentrazione dei solidi sospesi (MLSS) e dei solidi sospesi volatili
(MLVSS) del fango utilizzato per il test come segue:
MLSS 
 pesolordo  tara   1000000
V
MLVSS  MLSS 
Peso600  tara *1000
V
dove peso lordo è il peso del filtro + filtrato dopo essiccatura a 105° C per 24 ore
[mg], tara il peso del filtro tarato [mg], V il volume di campione che è stato
sottoposto a filtrazione [ml] e peso 600° il peso del filtro + filtrato dopo trattamento
a 600° C [mg]. Il valore di AUR sarà dato da:
AUR 
pendenzaretta mgN  NO3

MLVSS
gMLVSSh
Tale valore dovrà poi essere standardizzato alla temperatura di 20°C tramite la
seguente formula:
v 20C 
v
1.123T  20 
dove T è la temperatura media registrata durante il test.
NUR: Nitrogen Uptake Rate (Denitrificazione)
Il test ha lo scopo di determinare la costante di denitrificazione di un fango.
Procedura

Prelevare 5 L di fango attivo pre-aerato;

Introdurre nel beker l’ossimetro e mantenere in aerazione fino a portare la
concentrazione di ossigeno disciolto (DO) a circa 7-8 mg/l;







Aggiungere circa 30-40 mg N/L sottoforma di nitrato di sodio
(NaNO3) e 5 g/l di acetato di sodio (CH3COONa);
Insufflare azoto gassoso per eliminare l’ossigeno disciolto in eccesso;
Prelevare campioni di fango del volume di circa 10 mL ad intervalli
regolari (ogni 5-10 minuti) mantenendo il becker sigillato con del
parafilm;
Filtrare i campioni su filtro a fascia nera;
Sottoporre il campione ad analisi tramite HPLC per la determinazione
dell’azoto sotto forma nitrica e nitrosa;
Prelevare un campione di fango di 50 mL dal becker e filtrarlo su filtro a
fascia nera tarato;Determinare MLSS e MLVSS.
Trattamento dei dati e calcoli
Riportare in grafico la concentrazione di azoto nitrico (in ordinata) contro il tempo
(in ordinata) per ogni test eseguito e ricavare la pendenza della curva risultante. Il
valore di NUR sarà dato da:
pendenza retta mgN  NO3
NUR 

MLVSS
gMLVSSh
Tale valore dovrà poi essere standardizzato alla temperatura di 20°C tramite la
seguente formula:
v 20 C
v

1.123T  20 
dove T è la temperatura media registrata durante il test.
DETERMINAZIONE DELLA FRAZIONE
ATTIVA ETEROTROFA

La frazione eterotrofa di biomassa attiva in un refluo può essere
determinata direttamente sul refluo per via respirometrica

In questo caso il rapporto S0/X0 (F/M) deve essere molto elevato (oltre 4).

Si basa sulla crescita esponenziale della biomassa batterica indotta dal
substrato rapidamente biodegradabile presente nel refluo stesso, ovvero
con aggiunta di acetato.

L’espressione che descrive il consumo di ossigeno nel tempo in condizioni
di substrato non limitante è la seguente:

OUR(t) = [ (1-YH)/YH μHmax – bH ] x XH0 x e

(μHmax – bH)t
Dove YH è il coefficiente di crescita eterotrofo, che si può considerare pari
a 0.67, μHmax è la velocità massima di crescita eterotrofa, bH è il
coefficiente di decadimento endogeno, che si può stimare intorno a 0.24
d-1.

Elaborando il respirogramma ottenuto ed
utilizzando la formula ora vista, è quindi
possibile determinare XH0, ossia la biomassa
eterotrofa inizialmente presente nel refluo. La
pendenza del respirogramma, linearizzato
passando ai logaritmi, porta anche a
conoscere la quantità μHmax – bH

In definitiva, la biomassa eterotrofa si ottiene
da:

XH0 = [ e ( intercetta ) x 24] / [ (1-YH/YH) x
(pendenza + bH) ]
e si esprime in mgCOD/l
DETERMINAZIONE DEI COEFFICIENTI CINETICI DI
UN PROCESSO A FANGHI ATTIVI PER IL
TRATTAMENTO BIOLOGICO DELLE ACQUE REFLUE


La determinazione serve a quantificare i parametri essenziali
del funzionamento di un qualsiasi fango attivo, e cioè Y, μmax,
Kd, k, Ks.
La procedura usuale prevede di utilizzare un reattore a scala di
laboratorio (50 L) inoculato con fango di ricircolo proveniente
dal reattore a scala reale diluito 1:50. L’alimentazione al
reattore è di tipo sintetico ed è preparata in modo tale che
C:N:P = 100:10:1. La soluzione ha le seguenti caratteristiche:

C6H12O6 = 30 g/50 L = 600 mg/L (circa 600 mgCOD/L)
NH4Cl = 14 g/50 L = 140 mg/L (circa 70 mgN/L)
KH2PO4 = 3 g/50 L = 60 mg/L (circa 18 mg/L)

Si opera quindi in differenti condizioni di età del fango (θ).







Utilizzando i dati ottenuti in condizioni di stato stazionario, si
determinano i valori medi di:
Q: portata dell’alimentazione (m3/d)
S0: concentrazione del substrato nell’alimentazione (mg/L)
S: concentrazione del substrato nell’effluente (mg/L)
X: concentrazione di microrganismi (mgVSS/L)
Prova
1
2
3
Inizio prova
09/05/03
15.30
Q, S0, Xo
Fine prova
14/05/03
14.00
reattore
S0
mg/L
S
mg/L
Q
L/d
6.9
Q, S, X
θ
X
d
mgVSS/L
4.96
1. DETERMINAZIONE DEI COEFFICIENTI K S E k
Il valore di r su (velocità di utilizzo del substrato, kg/m3d) è dato dall’espressione:
S S
S S
kXS
kS
rsu  
 0
. Dividendo per X si ottiene:
 0
la cui forma linearizzata
Ks  S
θ
Ks  S
θX
(considerando l’inverso) è:
K 1 1
θX
 s 
S0  S
k S k
a)
Si riportano in tabella i dati sperimentali
Prova
S0-S
mg/L
Xθ
mgVSS/d L
Xθ/( S0-S)
d
1/S
mg/L
1
2
3
b)
I valori di Ks e k possono essere determinati mettendo in grafico il primo termine contro 1/S.
si ottiene una retta la cui intercetta è 1/k mentre la pendenza è Ks/k.
rsu  
c)
S S
kXS
 0
=
Ks  S
θ
I valori Y (coefficiente massimo di resa, mg di cellule formate/mg di substrato consumato) e
kd (coefficiente di decadimento endogeno, 1/d) possono essere determinati da:
r
1
  Y su  k d
θc
X
La pendenza della retta che passa per i dati sperimentali è uguale a Y e l’intercetta a kd.
Prova
1
2
3
Θ
d
rsu
X
mgVSS/L
36
rsu/X